Optimisation des conditions de fermentation et

Transcription

‫الجوهوريةالجزائريةالذيوقراطيةالشعبية‬
Republique Algerienne Democratique Et Populaire
Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique
FACULTE DES SCIENCES DE LA NATURE ET DE LA VIE
DEPARTEMENT DE BIOLOGIE
LABORATOIRE DE MICROBIOLOGIE APPLIQUEE
THESE DE DOCOTRAT TROISIEME CYCLE (LMD)
Spécialité : Contrôle microbiologique et Hygiène alimentaire
présentée par:
Mme MERZOUK Yamina
Thème
Optimisation des conditions de fermentation et de
préservation du lait cru de chamelle par les bactéries
lactiques adaptées aux conditions de stress
Présentée et soutenue le 25/02/2015
Devant les membres du jury:
Président
Rapporteur
Examinateur
Mr. HEDDADJI Miloud
Mr. KIHAL Mebrouk
Mr. KABINE Mostafa
Mr. GUESSAS Bettache
Mme. BELAHCEN Kheira
Professeur (Université d‘Oran)
Professeur (Université Ain Chok Casablanca Maroc)
2014 - 2015
Table des matières
Remerciements
Avant tout, Nous remercieons ALLAH de nous avoir donné la volonté et le courage de mener
à bien ce modeste travail.
Nous tenons particulièrement à remercier nos parents pour leur soutien permanent et le
réconfort qu‘ils nous ont prodigé tout au long de notre cursus universitaire.
nous adressons toute notre gratitude à Monssieur le Professeur KIHAL Mebrouk, qui nous a
suggéré ce sujet de thèse et qui a porté un intérêt tout particulier a la realisation de ce travail,
nous exprimons notre très grande reconnaissance et luis témoignons de notre profond
attachement pour l‘attention qu‘il a porté à cette thèse, pour les encouragements, et la
confiance qu‘il m‘a toujours témoignée, sa constante disponibilité et la gentillesse dont il a
fait preuve à notre égard.
Nous le remercions Monssieur le Professeur HEDDADJI Miloud qui nous a fait un grand
honneur de présider le jury.
Mille mercie Monssieur le Professeur GUESSAS Bettache, et madame Professeur
BELAHCEN Kheira qui ont accepté d‘examiner ce manuscrit.
Nos remerciements vont aussi à Monsieur KABINE Mostafa, Professeur à Université Ain
Chok Casablanca Maroc, d‘avoir ménagé son temps pour juger et critiquer ce travail. Nous
somes particulièrement reconnaissant et honorée par sa participation au jury de cette thèse.
Nos remerciements s‘adressent à Mr. Maamar Mohamed qui nous été d‘un grand secours
qu‘ant a la publication de l‘article, mille merci a Mr KIHAL Ahmed qui nous a beaucoup
aidée lors de la collècte des échantillons
Un petit clin d‘oeil a mons honorable petit oncle por son devouemant Mr Gherbi Djamaa.
Un grand merci à la téchnicienne de LMA Mme ZAIKH Nawel qui a répondu à toutes mes
demandes.
Nous exprimons également nos remerciements à nos camarades du laboratoire de
microbiologie Appliqué, en particulier Laref Nora et Chahrour Wassila.
Nos sincères remerciements s‘adressent à l‘homme qui nous a aidée tout au long de notre
travail Mr ZABOURI Younes.
Merci à toute personne, qui a de près ou de loin, contribué à la réalisation de ce
travail.
Dédicaces
Je dédie cette thèse …
À MES CHERS PARENTS Aucune dédicace ne saurait exprimer mon respect, mon
amour éternel et ma considération pour les sacrifices que vous avez consenti pour mon
instruction et mon bien être.
Je vous remercie pour tout le soutien et l‘amour que vous me portez depuis mon enfance et
j‘espère que votre bénédiction m‘accompagne toujours. Que ce modeste travail soit
l‘exaucement de vos vœux tant formulés, le fruit de vos innombrables sacrifices, bien que je
ne vous en acquitterai jamais assez. Puisse Dieu, le Très Haut, vous accorder santé, bonheur et
longue vie.
A MES CHERS ET ADORABLE SOURS Amel et Nesrine ET à mon FRERES
Mohamed son oublier mon beaux frère Sofiane.
MES AMIS: Nora, Wassila, Fatema, Soreya, Nawel et Meriem ….…
En souvenir de notre sincère et profonde amitié et des moments agréables que nous avons
passés ensemble.
Veuillez trouver dans ce travail l‘expression de mon respect le plus profond et mon affection
la plus sincère.
A MES CHERS BELLE PARENTS : En témoignage de mon affection fraternelle, de
ma profonde tendresse et reconnaissance, je vous souhaite une vie pleine de bonheur
et de succès et que Dieu, le tout puissant, vous protège et vous garde.
A MES CHERS BEAUX FRERE walid et Karim son oublier Chahra Puisse Dieu
vous garder, éclairer votre route et vous aider à réaliser à votre tour vos vœux les plus
chers.
UNE SPECIALE DEDICACE A CETTE PERSONNE QUI COMPTE ENORMEMENT
POUR MOI, ET POUR QUI JE PORTE BCP DE TENDRESSE ET DE RESPECT.
A TOI YOUNES
Sommaire
Abréviations .............................................................................................................................. I
Liste des tableaux ...................................................................................................................... I
Résumé...................................................................................................................................... I
‫يهخض‬.......................................................................................................................................... I
Introduction
1
Chapitre I :
3
1-Synthèse bibliographique
3
1.1 Historique ............................................................................................................................. 3
1.2 Aperçu sur le dromadaire ..................................................................................................... 3
1.3 Morphologie générale du dromadaire .................................................................................. 5
1.4 Taxonomie ............................................................................................................................ 5
1.5 Répartition géographique et effectif ..................................................................................... 6
a- Dans le monde ..................................................................................................................... 6
b- En Algérie ............................................................................................................................ 7
1.6 Production laitière ................................................................................................................ 8
1.7 Caractéristiques du lait de chamelle ................................................................................... 10
1.8 Composition du lait de chamelle ........................................................................................ 11
1.8.1 Protéines........................................................................................................................ 11
1.8.2 Caséines ........................................................................................................................ 11
1.8.3 Les protéines de lactosérum .......................................................................................... 12
1.8.4 Matière grasse ............................................................................................................... 13
1.8.5 Lactose .......................................................................................................................... 14
1.8.6 Teneur en minéraux ...................................................................................................... 14
1.8.7 Vitamines ...................................................................................................................... 15
1.9 Propriétés médicinales du lait de chamelle ........................................................................ 15
1.9.1 Traitement de la tuberculose humaine et les maladies du foie .................................... 16
1.9.2 Le traitement du diabète .............................................................................................. 16
1.9.3 Les allergies au lait ....................................................................................................... 16
1.9.4 La sclérose en plaques .................................................................................................. 17
1.9.5 La maladie de Crohn ..................................................................................................... 17
1.10 Les bactéries lactiques ...................................................................................................... 17
1.11 Les substances antimicrobiennes produites par les bactéries lactiques ............................ 24
1.11.1 Les acides organique ................................................................................................... 24
1.11.2 Peroxyde d‘hydrogène ................................................................................................ 24
1.11.3 Reutérine ..................................................................................................................... 25
1.11.4 Diacétyle .................................................................................................................... 25
1.11.5 Le dioxyde de carbone ............................................................................................... 25
1.11.6 Les bactériocines ........................................................................................................ 26
Chapitre II:
32
2-Matériel et méthodes
32
2.1 Provenance des échantillons et échantillonnage ................................................................ 31
2.2 Études des caractéristiques physico-chimiques du lait de chamelle .................................. 32
2.2.1. Dosage des protéines ................................................................................................... 32
2.3 Analyse microbiologiques .................................................................................................. 34
2.3.1 La qualité hygienique du lait cru de chamelle .............................................................. 34
2.3.2 L'isolement et le dénombrement des bactéries lactiques .............................................. 35
2.3.3 Conservation des bactéries lactiques ............................................................................ 35
2.3.4 Identifications des isolats .............................................................................................. 36
2.3.5 Détermination de l‘espèce............................................................................................. 37
2.3.6 Caractérisation technologique ....................................................................................... 37
2.4 Etude de la cinétique de croissance ................................................................................. 38
2.4.1 Effet de la température sur la cinétique de croissance et d‘acidification ...................... 38
2.4.2 Effet de la source de carbone sur la Cinétique de croissance et d‘acidification ........... 38
2.5 Les inhibitions inter-bactériennes ...................................................................................... 39
2.5.1 Méthode de Flemming et al .......................................................................................... 39
2.5.2 Méthode de Barefoot et Klanenhamer .......................................................................... 39
2.5.3 Détermination de la nature de l‘agent inhibiteur .......................................................... 39
Inhibition due au eau oxygéné (H2O2) .................................................................................. 40
Inhibition due à l‘acide lactique ............................................................................................. 40
Recherche de la nature protéique de la substance antimicrobienne ....................................... 40
Traitement à différentes températures ................................................................................... 40
Traitement à différents pH ..................................................................................................... 40
2.5.4 Optimisation de l‘activité antimicrobienne : ................................................................ 41
L'activité antimicrobienne à différents pH ............................................................................. 41
L'activité antimicrobienne à différentes source de carbone ................................................... 41
Chapitre III :
0
3-Résultats et discussion
0
3.1 Les races camelines
43
3.2 Études des caractéristiques physico-chimiques du lait de chamelle .................................. 43
pH et Acidité .......................................................................................................................... 44
La densité ............................................................................................................................... 45
La matière grasse ................................................................................................................... 45
La matière sèche .................................................................................................................... 45
Les cendres ............................................................................................................................ 46
Les protéines totales ............................................................................................................... 46
3.3 Profil des protéines totales du lait cru de chamlelle ........................................................... 47
3.4 Qualité hygiéniques et microbiologique du lait cru de chamelle ....................................... 53
3.5 La flore lactique du lait de chamelle .................................................................................. 55
3.6 Effet de la température sur la cinétique de croissance et d‘acidification ........................... 62
3.7 Effet de la source de carbone cinétique de croissance et d‘acidification ........................... 65
3.8 Activité antimicrobienne des isolats .................................................................................. 68
3.8.1 Caractérisation des composés antimicrobiens .............................................................. 68
3.8.2 Nature de la substance antimicrobienne ....................................................................... 69
3.9 Optimisation de l‘activité antimicrobienne ........................................................................ 72
3.9.1 L'activité antimicrobienne à différentes températures .................................................. 72
3.9.2 L'activité antimicrobienne à différents pH .................................................................... 73
3.9.3 L'activité antimicrobienne sur MRS modifié ............................................................... 73
Conclusion générale ………………………………………………………………………….76
Références bibliographiques..………………………………………………………………...79
Annexe………………………………..………………………………………………………96
Abréviation
Abréviations
% : pour cent.
°C : degré celsius.
°D : degré dornic.
ADH : arginine dihydrolase.
CO2 : Dioxyde de carbone
DO : densité optique.
EDTA : ethylene diamine tetra acetic acid
h : heure
H2O2 : peroxyde d‘hydrogène
HCl : Hydrochlorure
kDa : Kilodalton
Lc : Lactococcus
mg : milligramme.
MH: Muller Hinton
min : minute
ml : millilitre
mM: milli-molaire
MRS : milieu de Man, Rogosa and Sharpe
MRS-BCP : milieu MRS additionné de Pourpre de Bromocrésol.
NaCl : Chlorure de sodium.
NaOH : Hydroxide de sodium
nm : nanomètre
PAGE : PolyAcrylamyd Gel Electrophoresis
PCA : Plat Count Agar
pH : potentiel d'hydrogène
rpm : tour par minute
SBA : Serum Bovine Albumine
SDS : Sodium Dodecyl Sulfate
Subsp : sous espèce
UFC : unité formant colonie
UV : ultrat-violet
v/v : rapport volume à volume
w/v : rapport masse à volume
μg : microgramme
AWDA : Agar wel diffusion Agar
Fig : Figure
Tab : Tableau
Liste des tableaux et figures
Liste des tableaux
Tableau 01 : La production laitière cameline de différents pays
09
Tableau 02: Caractéristiques physico-chimiques et biochimiques du lait de chamelle
10
Tableau 03: Classification des grands groupes des bactéries lactiques
24
Tableau 04:Classification des bactériocines (bactéries à Gram positif)
30
Tableau 05: Date de prélèvement et provenance des échantillons de lait cru de 31
chamelle à partir de différentes régions de l‘ouest algérien
Tableau 06: Méthode de préparation de la gamme étalon pour le dosage des protéines
total du lait cru de chamelle
33
Tableau 07: Analyses physico-chimiques des échantillons de lait camelin collectés
43
Tableau 08. Les résultats de l‘électrophorèse des protéines totales
50
Tableau 09. Les taux de similitude entre les 10 échantillons de lait de chamelle 50
d‘Algérie
Tableau 10. Comparaison de la microflore du lait cru de chamelle en Février et 53
Septembre
Tableau 11 : Les caractéristiques morphologiques, physiologiques, et biochimiques des 59
bactéries lactiques thermophiles isolées du lait cru de chamelle algérien.
Tableau 12 : L‘activité protéolytique des bactéries lactiques sur milieu PCA au lait
avec le diamètre de la zone d‘hydrolyse
60
Tableau 13: les valeurs spécifiques de la cinétique de croissance à différents 64
température
Tableau 14 : les valeurs spécifique de la cinétique de croissance à différents source de 67
carbone
Tableau 15: L‘activité antimicrobienne à différents température des bactéries lactiques 72
vis-avis Listeria innocua
Tbleau 16 : Composition physico-chimique du lait cru de chamelle a differents pays
107
Liste des figures
Figure 1 : Présence de dromadaire dans les différents pays arabe.
04
Figure 2 : Classification de la famille des camélidés et les espèces.
06
Figure 3 : Carte de distribution géographique des dromadaires dans le monde
07
Figure 4 : Aires de distribution du dromadaire en Algérie
08
Figure 5: Chronologie du développement de la vie sur Terre.
19
Figure 6 : Utilisations et le fonctionnement des ingrédients des bactéries lactiques
23
Figure 7: Etapes suivies pour l‘isolement des protéines totales
33
Figure 8 : Les chameaux d‘Ouled Sidi Cheikh et de Reguibi (Region Abadla Béchar).
43
Figure 9: Profils électrophorétique des protéines totales par SDS-PAGE de lait cru du 49
dromadaire
Figure 10 : Profils électrophorétique des protéines sériques par SDS-PAGE de lait cru du 49
dromadaire.
Figure 11 : Reproduction schematique des profils proteiques de lait cru de chamelle 51
d‘Algerie
Figure 12 : Dendrogramme permettant le rapprochement des différents échantillons du lait 51
cru de chamelle de différentes régions.
Figure 13 : Aspect morphologique des cultures isolées
54
Figure 14 : Bactéries lactiques thermophiles isolées du lait cru de chamelle
56
Figure 15 : Aspect morphologiques des colonies sur MRS solide et milieu MRS liquide
57
Figure 16: Caractère morphologique cellulaire des isolats des bactéries lactiques isolés du 57
lait cru de chamelle.
Figure 17 : Caractères d‘intêret technologiques des isolats de bactéries lactiques du lait cru 61
de chamelle.
Figure 18 : L‘activité protéolytique des différents isolats de bactéries
61
Figure 19 : Cinétique de croissance et d‘acidification sur milieu MRS des souches 63
lactiques à 30°C
Figure 20 : Cinétique de croissance et d‘acidification sur milieu MRS des souches 64
lactiques à 45°C
Figure 21 : Cinétique de croissance et évolution de Lactococcus lactis dans les differentes 66
sources de carbone.
Figure 22 : Activité antimicrobienne (1. Listeria innocua 2. Pseudomonas aerogenosa 3. 70
Staphylococcus aureus)
Figure 23 : Activité antimicrobienne par la méthode des puits
71
Figure 24 : Nature de la substance antimicrobienne
72
Figure 25 : Résultats des interactions à différents sources de carbones (Listeria innocua)
74
Figure 26: Activité antimicrobienne à différentes sources de carbone vis-à-vis Listeria 75
innocua
Figure 27 : Cinétique de croissance et evolution du pH de la chouche Lactococcus lactis
103
Figure 28 : Croissance et evolution du pH de la chouche Lactococcus lactis subsp : lactis 104
biovar diacetylactis
Figure 29 : Croissance et evolution du pH de la souche Lactococcus lactis subsp : lactis 105
biovar diacetylactis
Figure 30 : Croissance et evolution du pH de la chouche Weissella cibaria dans differentes
106
Résumé
Le lait de chamelle joue un rôle important dans l'alimentation des nomades du Sahara
algériènne. Vingt échantillons collectés ont été analysés par des méthodes physico-chimiques
et microbiologiques. Les résultats de l‘analyse physico-chimique obtenus à partir de deux
saisons chaudes et froides montrent une variation dans la composition du lait collecté le mois
de septembre et le mois de février plus particulièrement dans la matière grasse (30 et 52,1
g/L), matière sèche (93,4 et 144,8 g/L) et protéines totales (26,3 et 33,1 g/L) respectivement.
Le profil protéique obtenu par analyse électrophorétique (SDS-PAGE) montre que le lait de
chamelle contient plusieurs types de protéines qui possèdent un poids moléculaire identique à
celle des protéines de lait de vache. En revanche, la bande de la β-lactogobuline n‘a pas été
observée dans le lait de chamelle. Les résultats définitifs ont montré que le lait de chamelle a
généralement une composition comparable à celle du lait bovin. L'analyse microbiologique de
ces échantillons, a détecté un nombre important de la microflore totale, Staphylococcus
aureus et les coliforms totaux et l'absence de coliformes fécaux et de Clostridium.Les espèces
de bactéries lactiques détectées sont Lactococcus lactis subsp. lactis, Lactococcus lactis
subsp. lactis biovar. diacetylactis, Weissella cibaria et Enteroccocus feacalis.Six souches
avec une forte activité antimicrobienne capables de se développé à 45°C, produisent des
arômes et possèdent une activité protéolytique. Elles ont une cinétique de croissance et
d‘acidification identiques, sur milieu MRS glucosé à 30°C. Ces souches ont inhibé presque
toutes les souches pathogènes étudiées mais les souches Lc.109, Lc. W 1 et Lc. 107 ont la
meilleure activité antibactérienne vis-à-vis Listeria innocua ATCC 33090 et Staphylococcus
aureus ATCC 43300. Les substances antimicrobiennes sécrétées par ces souches sont
sensibles aux protéases, thermostables et résistantes à une large gamme de pH.
Mots clés: Lait cru de chamelle, analyse physico-chimique, électrophorèse, la microflore,
thermorésistante, activité antimicrobienne, cinétique de croissance
Abstract
Camel milk plays an important role in the diet in Algerian Sahara nomads. Twenty
samples collected were analyzed for physico-chemical and microbiological methods. The
results of physicochemical analysis obtained from both hot and cold seasons shows
a
variation in the composition of milk collected in September and February, particularly in fat
(30 and 52.1 g/L) dry matter (93.4 and 144.8 g/L) and total protein (26.3 and 33.1 g/L)
respectively. The protein profile obtained by electrophoresis analysis (SDS-PAGE) showed
that camel milk contains several types of proteins and some have the same molecular weight
for most of the proteins of cow's milk. The definitive results showed that camel milk is
generally comparable to that of bovine milk composition. The microbiological analysis of the
samples, detected a significant number of the total microflora, Staphylococcus aureus and
total coliforms and the absence of faecal coliforms and Clostridium. Several species of lactic
acid bacteria were detected as Lactococcus lactis subsp. lactis, Lactococcus lactis subsp.
lactis biovar.diacetylactis, Weissella cibaria and Enterococcus feacalis. Six strains with high
antimicrobial activity can growth at 45 °C, produce the flavorings compounds and contain
proteolytic activity. The growth and acidification kinetics in MRS glucose medium at 30°C of
these strains are almost identical.Lactic acid bacteria strains inhibited all pathogenic strains
studied, but Lc. 109, W 1 and Lc. 107 have the best antibacterial activity toward Listeria
innocua ATCC 33090 and Staphylococcus aureus ATCC 43300. The antimicrobial
substances secreted by these strains are sensitive to protease, heat-stable and resistant to a
wide range of pH.
Key words: Raw Camel milk, physico-chemical analysis, electrophoresis, microflora,
thermoresistant, antimicrobial activity, growth kinetics.
‫هلخص‬
‫ٌهعة حهٍة ااْلتم دٔرا يًٓا فً غذاء تذٔ انظحزاء انجشائزٌح‪ ،‬عشزٌٍ عٍُح ذى جًعٓا ٔ ذحهٍهٓا تأسانٍة‬
‫فٍشٌائٍح كًٍٍائٍح ٔ يٍكزٔتٍٕنٕجٍح‪َ .‬رائج انرحانٍم انفٍشٌائٍح انكًٍٍائٍح انًرحظم عهٍٓا يٍ يٕسًٍٍ حار ٔ‬
‫تارد ذظٓز ذغٍزا فً ذزكٍثح انحهٍة انًجًٕع فً شٓزسثرًثز ٔ فثزاٌز خاطح فً انًادج انذسًح ( ‪52.1‬‬
‫غ ل) عهى‬
‫غ ل ) ٔ انثزٔذٍُاخ انكهٍح ( ‪̸ 26.3 ٔ 33.1‬‬
‫غ ل) انًادج انجافح ( ‪̸ 93.4 ٔ 144.8‬‬
‫ٔ‪̸ 30‬‬
‫انرٕانً‪.‬‬
‫َرائج ذعزٌف انثزٔذٍٍ تطزٌقح انرحهٍم انكٓزتائً ( ‪ )SDS-PAGE‬تٍُد أٌ حهٍة اإلتم ٌحرٕي عهى عذج‬
‫إَٔاع يٍ انثزٔذٍُاخ يًاثهح نحهٍة انثقز فً انٕسٌ انجشي ئً‪ٔ .‬أظٓزخ انُرائج انُٓائٍح أٌ حهٍة اإلتم‬
‫تشكم عاو يًاثم فً يكَٕاذّ نحهٍة انثقز‪ .‬كشف انرحهٍم انًٍكزٔتٍٕنٕجً نهعٍُاخ عٍ عذد كثٍز يٍ‬
‫انثكرٍزٌا انعايح ‪,‬انًكٕراخ انعُقٕدٌح انذْثٍح ٔ انقٕنٍَٕاخ ٔ غٍاب انقٕنٍَٕاخ انثزاسٌح ٔ ‪.Clostridium‬ث ّى‬
‫انكشف عٍ عذج إَٔاع يٍ تكرٍزٌا حًغ انهّثٍ يثم ‪:‬‬
‫‪Lactococcus lactis subsp. Lactis‬‬
‫‪Lactococcus lactis subsp. Lactis biovar diacetylactis‬‬
‫‪Weissella cibaria‬‬
‫‪Enteroccocus feacalis‬‬
‫سرّح سالْلخ نٓا َشاؽ قٕ ّ‬
‫ي يؼاد نهًٍكزٔتاخ‪,‬قادرج عهى انًُٕ فً درجح حزارج ‪ °45‬و ذُرج انُكٓاخ ٔ‬
‫ذح ّمل انثزٔذٍُاخ ٔ نٓا حزكٍح ًَٕ ٔ ذحًٍغ فً ٔسؾ‬
‫‪ MRS‬فً ‪° 30‬و ٔ ‪ MRS‬غهٕكٕسي ‪ْ.‬ذِ‬
‫انسالْلخ قادرج عهى ذثثٍؾ ذقزٌثا كم انسالْلخ انؼّارج ٔ نكٍ سالْلخ ‪ Lc 107. ٔ Lc.109, W1‬نٓى‬
‫أحسٍ خاطٍح ذثثٍؾ ػ ّذ ‪Staphylococcus aureus ATCC 43300 ٔ Listeria innocua ATCC 33090‬‬
‫انًٕاد انًؼّادج نهًٍكزٔتاخ انرً ذُرجٓا ْذِ انسالْلخ ذرأثز تاألَشًٌاخ انثزٔذٍٍُح ٔ يقأيح نًجًٕعح‬
‫ٔاسعح لدرجح انحًٕػح‪.‬‬
‫الكلوات الوفتاحية˸ حهٍة اإلتم ‪,‬ذحانٍم فٍشٌائٍح كًٍٍائٍح ‪ ,‬انرّحهٍم انكٓزتائً‪ ,‬انًٍكزٔفهٕرا‪ ,‬يقأيح‬
‫انحزارج‪َ ,‬شاؽ يؼاد نهجزاثٍى ‪ ,‬حزكٍح انًُٕ‪.‬‬
Introduction
Introduction
Introduction
Introduction
L'image du dromadaire, symbole de la survie de l'homme dans le désert, est attachée à l'histoire
des grandes civilisations nomades des régions sèches et chaudes de l'hémisphère nord de notre
planète; il représente un des fondements de la culture et de l'agriculture des sociétés concernées.
Le dromadaire est utilisé à des fins multiples d'où son rôle essentiel; il est exploité principalement
pour le transport des marchandises, des personnes et pour la fourniture de lait; celui-ci représente
souvent la seule ressource alimentaire régulière. Sa viande, sa laine et son cuir sont également
largement utilisés. D'une manière générale, le dromadaire est très estimé et il représente pour son
propriétaire la concrétisation de sa réussite sociale.Le chameau (Camelus dromedarius) à une
importante socio-économique dans de nombreuses régions arides et semi-arides du monde. Le lait
constitue une composante indispensable de l'alimentation humaine dans ces régions, et la
principale source de nutrition pour les nouveau-nés, fournit tous les nutriments essentiels pour la
croissance et le développement (El-Hatmi et al., 2007).
Le lait de chamelle a été consommé depuis des siècles par les peuples nomades pour sa valeur
nutritive et leurs propriétés médicinales. Actuellement, le lait de chamelle pasteurisé est produit et
vendu uniquement dans quelques pays, dont l'Arabie saoudite, Emirats arabes unis, Kazakhstan, la
Mauritanie et l‘Algérie (Dell‘Orto et al., 2001 ; Lorenzena et al., 2011). Les populations des
nomades ont longtemps estimé que le lait de chamelle cru possède des propriétés thérapeutiques.
Cette observation empirique a été scientifiquement justifiée en démontrant la plus forte activité
antimicrobienne du lait de chamelle par rapport à celle des autres espèces animales et sa capacité à
inhiber les bactéries pathogènes Gram-positives et Gram-négatives et de préoccupation pour la
sécurité alimentaire. Néanmoins, le lait de chamelle est produit de manière traditionnelle, et
généralement collecté, manipulé et transporté dans des conditions d‘hygiènes insatisfaisantes. En
outre, les troupeaux de chameaux bénéficient rarement des soins vétérinaires et, par conséquent,
les maladies de la mammite sont fréquentes chez les chamelles qui allaitent (Konuspayeva et al.,
2009). Par conséquent, le lait produit est susceptible de causer des maladies d'origine alimentaire
et les facteurs antimicrobiens naturels ne peuvent que fournir une protection limitée contre les
agents pathogènes spécifiques et pour une courte période. Ce risque est plus élevé lorsque le lait
est consommé à l'état cru comme cela est couramment pratiqué par les producteurs locaux
(Benkerroum et al., 2003). Les bactéries lactiques caractérisés et utilisées comme ferments sont en
majorité isolées a partir de lait de vache et de chèvre par contre le lait de chamelle est peut étudier
1
Introduction
en Algérie. La caractérisation des bactéries lactiques isolées à partir de cet écosystème a débuté au
maroc (Benkerroum et al., 2003 ; Khedid et al., 2009 ; EL Ouardy et al., 2011).
En Algerie et au laboratoire de microbiologie appliquée de l‘université d‘Oran, Drici et al., (2009)
ont isolés des lactocoques protéolytiques à partir du lait cru de chamelle. Les souches de
Lactococcus lactis identifiées par des méthodes phénotypiques et génotypiques ont montré une
thermoresistance particulière car elles poussent à 55°C.
Notre objectif de recherche est la caractérisation physico-chimique et microbiologique du lait cru
de chamelle collecté à différent régions du sud Algérien, l‘étude électrophorétique des protéines
totale du lait de chamelle, l‘isolement et caractérisation phénotypique des bactéries lactiques
dominantes qui ont la capacité de se développé a 45°C. L‘étude de leur cinétique de croissance à
différent température d‘incubation et à différent source de carbones. La selection des souches
lactiques productrices de substances antimicrobiennes est aussi realisée dans ce travail.
2
Synthèse bibliographique
Chapitre I :
1-Synthèse bibliographique
1.1 Historique
L‘histoire de la domestication du dromadaire reste à élucider. Toutefois, elle apparaît fort récente
au regard de l‘apparition plus ancienne des autres espèces actuellement domestiques. Les
arguments s‘accumulent d‘ailleurs en faveur d‘un scénario de domestication unique (Faye, 1997 ;
Wilson, 1998). En effet, il est probable que le dromadaire fut domestiqué par l‘homme dans le Sud
de la péninsule arabique environ 2000 ans avant J.-C à partir d‘une population sauvage occupant
les vallées arides de l‘actuel Hadramaout (Ripinsky, 1985 ; Saber, 1998). Le chemin suggéré
d'entrée camelin en Afrique se fait soit par la route du sud traversant la Mer Rouge, ou la route du
nord, en traversant le Sinaï environ 2200-2100avant J.-C., ou par les deux voies. De nombreuses
découvertes archéologiques ont été repérées en Palestine, le désert du Néguev, la Jordanie, la
Syrie, l'Irak et le Sinaï, ainsi que la Libye, l'Algérie et le Maroc confirmant la route au nord de
l'entrée de chameau via le Sinaï puis elle s'est répandue en Afrique du Nord. Au Soudan, la
Somalie et l'Ethiopie ainsi que le Yémen, Oman, région du Golfe (Koweït, Bahreïn, Qatar, AboDabi) et l'Arabie saoudite, de nombreuses découvertes archéologiques et grottes encavions et
chiffres ont été aperçus. Cela indique l'entrée de route du sud de dromadaire en Afrique et sa
présence dans le dessin roche Saoudite (Saber, 2012) (Fig. 1).
1.2 Aperçu sur le dromadaire
La famille des camélidés comprend deux sous-familles: Camelinae (camélidés de l'Ancien
Monde) et les lamelles (Nouvelles du Monde camélidés) (Kadim et al., 2008). Il ya deux espèces
de chameaux, le genre Dromedarius qui a une seule bosse dromadaire (Camelus dromedarius) et
le genre Bactriane (Camelus bactrianus) à deux bosses. Quatre espèces de camélidés du nouveau
monde se trouvent en Amérique du Sud: le guanaco (Lama guanacoe) et la vigogne (Vicugna
vicugna) sont sauvages, tandis que le lama (Lama glama) et l'alpaga (Lama pacos) sont
domestiqués (Skidmore, 2005; Kadim et al., 2008). Le Chameau est un animal unique ayant la
capacité de survivre et de produire à faible coût de l'alimentation dans des conditions difficiles par
rapport aux autres animaux d'élevage (Abdelhadi et al., 2013), dans les zones arides et semi-arides
où la chaleur, le manque d'eau et de nourriture affectent sévèrement les vaches laitières, les
camélidés jouent un rôle important dans la fourniture de lait pour la population (Knoess, 1977;
Yagil, 1982; Yousif et Babiker, 1989; Kadim et al., 2008; Elhaj et al., 2014).
3
Jordani
Egypt
Yémen
Syrie
Iraq
Algérie
Lybie
Soudan statue
Somali
Yémen
Oman
Figure 1 : La présence de dromadaire dans les différents pays arabe (Saber, 2012)
Le chameau a une grande tolérance à des températures élevées, forte rayonnement solaire et
manque d'eau. Il peut bien survivre sur un terrain de sable avec végétation pauvre et peut
consommer la nourriture non utilisée principalement par d'autres espèces domestiques (Shalah,
1983 ; Kadim et al., 2008)
Ces deux noms « dromadaire » et chameau, ne désignent pas deux espèces différent mais
indiquent seulement deux races distinctes, et subsistante de temps immémorial dans l‘espèce du
chameau (Claudia, 2002). Le dromadaire, qui seule, parmi la trentaine d‘espèces animales
domestiquées par l‘homme, est parfaitement adaptée aux conditions rudes de l‘aridité : la
féralisation et l‘intensification (Faye et al., 2004).
4
Le dromadaire (Camelus dromedarius), le chameau à une bosse est l‘animal adapté par excellence
aux parcours des zones arides qui ne cessent de s‘élargir sous l‘effet de l‘avancement du désert est
l'animal d'élevage le plus important dans les zones semi-arides du Nord et l‘Afrique de l'Est ainsi
que dans les déserts de la péninsule arabique. Il est un animal polyvalent, utilisé pour son
approvisionnement en lait, viande, cuirs et des transports (Kappeler et al., 1998).
1.3 Morphologie générale du dromadaire
Wilson (1989) a rapporté que le dromadaire est très distinct des autres animaux domestiques,
notamment par la présence d‘un long cou, de la bosse et de la callosité au niveau de sternum. La
tête est large, le cou large et fin, coussinet sternal maintenant l‘abdomen légèrement au-dessus du
sol, le dromadaire ne possède pas de cornes, les oreilles sont petites, les yeux larges et saillants, les
narines longues peuvent être réformées pour les besoins de l‘animal, la lèvre supérieure est
divisée, fondue, poilue, extensible et très sensitive, la lèvre inférieure est large et pendante, les
membres sont puissants. L‘animal a des glandes derrière la tête qui servent à la transpiration. La
peau est souple recouverte de poils. Le rallongement est souvent au niveau des épaules et de la
bosse, la couleur des poils est généralement brune variant au chocolat foncé à presque noir à rouge
ou rouille fauve à presque blanche chez quelques types. La femelle a quatre quartiers au niveau de
la mamelle, les testicules du mâle sont positionnés haut derrière les cuisses (comme chez le chat et
le chien) et le début du fourreau est dirigé vers l‘arrière. Ces particularités morphologiques et
anatomiques pourraient expliquer la capacité d‘adaptation du dromadaire en milieu désertique que
les autres herbivores domestiques. A propos de l‘anatomie digestive du dromadaire (Kayouli et
al., 1995; Jouany, 2000., Al Aboudi et al., 2005 ) ont signalé que celle-ci diffère de celle des
autres ruminants quant à la forme, la structure et la fonction. Elle a la particularité de valoriser les
ressources végétales naturelles de zones désertiques (Ould Ahmed; 2009)
1.4 Taxonomie
La taxonomie et le classement des camélidés est actualisée par Mukassa-Mugerma (1985) qui les
répartie en deux grandes genres Lama et Camelus. Le genre Lama est representé par quatre
espèces L. glama (Lama), L. pocos (type alpaga), L guanicoe (guanoco) et L vicugna, en revanche
le genre camelus ne possède que deux espèces C. dromedarius et C. bactrianus (Fig. 2)
5
Classe
Mammifères
Sous-classe
Placentaires
Ordre
Artiodactyles
Sous Ordre
Ruminants
Groupe des
Tylopodes
Famille
Camelidés
Genre
Lama
Camelus
Espèce
1- L. glama (Lama)
2- L. pocos (type alpaga)
12-
C. dromedarius
C. bactrianus
1)Suri
2)Huacaya
3- L guanicoe (guanoco)
4- L vicugna, vicugna vicugna (vigogne)
Figure 2 : Classification de la famille des camélidés et les espèces (Mukassa-Mugerma, 1985)
1.5 Répartition géographique et effectif
a- Dans le monde
L‘aire de répartition géographique du dromadaire, se situe, aux niveaux des zones tropicales et
subtropicales et s‘étend, des régions arides et semi-arides du nord de l‘Afrique (Mauritanie)
jusqu‘au nord-ouest du continent asiatique (Chine) (Fig. 3).
Le Bactriane se trouve en Chine, la Mongolie et la Russi avec un taux de 1,89 millions de têtes
tandis que le dromadaire se trouve en Afrique et en Asie avec un taux de 15,1 millions de races
(Dorman, 1986, Gorban et Izzeldin., 2001; Al Haj et al., 2010), au Soudan a été estimée à 3,724
millions de tête selon le ministère de l'animal des ressources et de la pêche (Shuiep et al.,, 2008),
alors la population totale de chameaux dans le monde est estimé à 24,1 millions d'animaux
(Shuiep et al., 2013) (Fig. 3).
6
Figure 3 : carte de distribution géographique des dromadaires dans le monde (Shuiep et al., 2013).
(Zones vertes Camelus dromedarius et zones rouge Camelus bactrianus).
b- En Algérie
En Algérie, le Sahara couvre plus de 85% de la superficie totale. Le dromadaire est la seule espèce
capable de valoriser l'écosystème du désert. Le nombre total camelin est estimé par le ministère
Algérien de l'Agriculture en 2010 à plus de 300000 têtes. La population cameline algérienne est
mal décrite et les seules indications sont fondées sur des études réalisées à l'époque coloniale
(OuladBelkhir et al., 2013). L'effectif camelin Algérien est réparti sur 17 wilayas, avec 75% du
cheptel dans huit wilayas sahariennes : Ouargla, Ghardaïa, El-Oued, Tamanrasset, Illizi, Adrar,
Béni-Abbès, Abadla, Tabelbala, Tindouf et Béchar et 25% du cheptel dans neuf wilaya
steppiques: Biskra, Tebessa, Khenchela, Batna, Djelfa, El-Bayad, Naâma, Laghouat et M'sila (Ben
Aissa, 1989) (Fig. 4).
7
Figure 4 : Aires de distribution du dromadaire en Algérie (Ben Aissa, 1989)
1.6 Production laitière
Le lait de chamelle est l'or blanc du désert,le dromadaire étant le meilleure des animaux
domestiques adaptés aux zones arides, la production de lait de chamelle est étroitement liée à la
région désertique de l'ancien monde de la Mauritanie à la Mongolie, mais avec une production
prédominante dans la Corne de l'Afrique (Somalie, Soudan, Ethiopie et Kenya), où 60% de la
population mondiale cameline et où 10% du lait produit est d'origine camelin (Faye, 2008; Faye et
Konuspayeva, 2012 et Nagy et al., 2013).
Les camélidés produisent du lait pour une plus longue période, même pendant la saison sèche. En
raison de leur performance exceptionnelle où de navigation et de l'eau sont limitées, les éleveurs
comptent principalement sur les chameaux pour leur subsistance (Farah et al., 2007; Seifu et al.,
2012).
Le nombre total de chameaux utilisés pour la production laitière, principalement Camelus
dromedarius, est en constante augmentation, ainsi que le rapport annuel de production (Shuiep et
al., 2013). Donc le dromadaire est plus nombreux que le Bactriane et représente près de 90% du
genre Camelus (Kadim et al., 2008). En 2010, environ 5,25 millions de chameaux ont produit 2,12
millions de tonnes de lait. La plus grande population mondiale de lait de chamelle se trouve dans
8
les pays du Nord-Est d‘Afrique, y compris la Somalie, l'Éthiopie et le Soudan, (El Agamy, 2006 .,
Shuiep et al., 2013).
Les premières études réalisées sur les capacités de production du lait de chamelle datent de la fin
des années cinquante avec les travaux de Rosetti et al (1955) cités par Yagil, (1982) ; Yasin et al.,
(1957) qui marquent véritablement le point de départ du mouvement d‘exploration de ce produit
dont l‘objectif premier était sa valorisation. Par la suite, d‘autres recherches ont été réalisées sur
cette production en liaison avec les populations et races inventoriées et leur biotope.
Les résultats de ces travaux peuvent être répartis en deux principaux lots reflétant deux
populations de dromadaires qui diffèrent par le type d‘élevage pratiqué :
- les dromadaires soumis à un élevage traditionnel type extensif, dont la production varie
de 4 à 14 kg avec un maximum de 19 kg par femelle laitière par jour ;
- les dromadaires soumis à un élevage de type intensif, dont la production varie de 15 à 35
kg, avec un maximum estimé selon Field (1979), à 50 kg par chamelle et par jour. La moyenne de
la durée de lactation est de 14 mois, alors que la production totale par lactation est estimée à
3931kg par chamelle en élevage extensif contre 7869 kg en élevage intensif (Yagil, 1982).
Globalement, si la population mondiale de dromadaires est estimée à 20 millions de têtes dont les
femelles laitières représentent 18 % avec une production moyenne de 1500 litres par an, la
production mondiale de lait de chamelles serait de l'ordre de 5.4 millions de tonnes dont 55 %
environ est prélevée par les chamelons (Siboukeur, 2008) (Tab.1).
Tableau 1: La production laitière cameline de différents pays (Farah, 2011).
Pays
Moyenne de production
journalière du lait (kg/j)
Durée de lactation
(mois)
Rendement
(kg/an)
Algérie
3.0
9–16
1460
Ethiopie
5.0
12–18
1825
Inde
6.8
Kenya
4.5
11–16
1643
Pakistan
10.0
16–18
2920
Somalie
5.0
9–18
1825
Tunisie
4.0
9–16
1460
18
9
2482
1.7 Caractéristiques du lait de chamelle
Le lait de chamelle est de couleur blanche, opaque en raison notamment de la structure et de la
composition de sa matière grasse, relativement pauvre en β-carotène. Il est légèrement sucré, avec
un goût acide, parfois même salé et/ou amère. Les changements de goût sont principalement
causés par le type de fourrage et la disponibilité de l'eau potable (Al haj et al., 2010).
La composition du lait de chamelle est très différente de celle des ruminants, ainsi que leur
physiologie (Yosef et al., 2005). Le lait de chamelle contient peu de matière grasse (2%); cette
graisse est principalement constituée d'acides gras polyinsaturés qui sont complètement
homogénéisé et le lait donne un aspect lisse et blanc. Le lactose est présent dans des
concentrations de 4,8%, mais ce sucre du lait n‘est pas facilement métabolisé par les personnes
souffrant d'intolérance au lactose (Mona et al., 2010).
Les protéines du lait de chamelle sont les éléments décisifs pour prévenir et guérir les allergies
alimentaires, car le lait de chamelle ne contient pas de β-lactoglobuline et de β-caséine. Le lait de
chamelle contient un certain nombre d'immunoglobuline qui est compatible avec les humains
(Merin et al., 2001).
Tableau 2: Caractéristiques physico-chimiques et biochimiques du lait de chamelle (valeur
moyennes ± écart-type) (Alloui-Lombarkia et al., 2007).
Caractéristiques
Densité
pH
Acidité (°D)
Matières sèche (g / l)
Lactose (g / l)
Matière grasse (g / l)
Protéines totales (g / l)
• Caséines
• Protéines solubles
Cendres (g / l)
• Ca
•P
•K
• Na
Région saharienne
(n=8)
1029 ± 3,92
6,51 ± 0,31
15,12 ± 1,74
109,20 ± 6,36
34,20 ± 9,04
37,44 ± 5,40
29,42 ± 3,25
19,80 ± 2,46
08,40 ± 0,74
6,79 ± 1,48
1,28 ± 0,05
0,92 ± 0,02
1,36 ± 0,45
0,53 ± 0,03
10
Région steppique
(n=6)
1030 ± 0,81
6,69 ± 0,04
14,83 ± 0,23
129,98 ± 4,75
42,69 ± 2,58
50,50 ± 8,73
29,48 ± 3,30
21,30 ± 1,25
08,20 ± 1,55
7,26 ± 1,16
1,29 ± 0,03
0,91 ± 0,01
1,54 ± 0,27
0,57 ± 0,02
1.8 Composition du lait de chamelle
1.8.1 Protéines
Le lait de chamelle joue un rôle important en tant que source de protéines pour les humains, en
particulier pour les personnes vivant dans les régions arides du monde (Shuiep et al., 2013).
La teneur en protéines total du lait de chamelle s‘étend de 2,15 à 4,90% la moyenne est de 3,1 ±
0,5 %. La variation de la composition du lait de chamelle est dû a la variation saisonnière et la race
cameline (Konuspayeva et al., 2009). La teneur en protéines (caséine et protéines de lactosérum) a
été jugée similaire pour le lait de chamelle de la même race, mais varie pour les autres races. On a
également rapporté que la teneur en protéines varie selon la saison pour la même race ; la teneur
en protéines s'est avérée plus basse (2,48%) en août et plus élevé (2,9%) en décembre et janvier
(Al Haj et al., 2010). Les protéines du lait de chamelle peuvent être classées en deux principaux
composants, comme décrit dans les sections suivantes:
1.8.2 Caséines
La caséine (CN) est la principale protéine de lait de chamelle. Le lait de chamelle a environ 1.632,76% de caséine égale environ 52-87% des protéines totales (Khaskheli et al., 2005). La β-CN est
la principale caséine du lait de chamelle suivie par αs1-CN, et constitue environ 65% et 21% de la
caséine totale, respectivement (Kappeler et al., 2003), comparativement à 36% et 38% dans le lait
de vache, respectivement (Al Haj et al.,2010).
Seuls 3,47% de la caséine totale correspond à la κ-caséine dans le lait de chamelle (Kappeler et
al., 2003) comparativement à 13% dans le lait de vache (Al Haj et al., 2010). En outre, d'autres
chercheurs ont indiqué que κ-CN éventuellement échappé à la détection ou a été masqué par
d'autres composants de la caséine en raison de sa faible concentration (Farah et Atkins, 1992). En
outre, aucune bande n'a été détectée pour κ-CN après électrophorèse (Farah et Farah-Riesen,
1985). Pour estimé des masses moléculaires de β-CN et α-CN dans le lait de chamelle en utilisant
la technique SDS-PAGE s'est établi à 28,6 kDa (Ashiq, 1993) et 35 kDa (Farah, 1996),
respectivement. La séquence d'acides aminés de la caséine du lait de dromadaire a été étudiée par
Kappeler et al. (1998). Le nombre de résidus d'acides aminés dans les séquences caséines était
quatre: αs1-CN, 207; αs2-CN, 178; β-CN, 217; κ-CN, 162.codée par les quatre gènes
respectivement CSN1S1, CSN1S2, CSN2 et CSN3 (Kappeler et al., 1998 ., Shuiep et al., 2013).
Cette étude a signalé que la structure de caséine du lait de dromadaire est similaire à celle du lait
de vache, et seulement quelques différences marquées ont été observées. Ces différences étaient
11
très visibles dans la structure primaire de αs1-CN, tandis que des similitudes ont été observées
dans la structure secondaire de la caséine, quand toutes les deux ont rivalisé avec la structure
primaire de caséine bovine. La composition en acides aminés de lait de dromadaire a été signalé à
être similaire à celle du lait de vache; seulement la glycine et cystine ont été significativement plus
faible dans la caséine du lait de dromadaire (Farah et Rüegg, 1989).
L‘étude comparatives des caséines camelins (Camelus dromedarius) et bovins montre que le lait
de chamelle referme principalement des caséines αs1 et β, et une teneur très faibles en κ-caséine et
aucune protéine homologue à la caséine αs2 n‘a été détecté (Chaoui et Attia, 2008).
La κ-CN de lait de chamelle s'est révélé avoir un site différent pour l'hydrolyse par la chymosine
par rapport aux κ-CN de lait de vache. La chymosine est connue pour hydrolyser la κ-CN du lait
de vache au lien Phe105-Met106, tandis que son site d'hydrolyse sur κ-CN du lait chamelle est
Phe97-Ile98 (Kappeler et al., 1998). D'ailleurs, ont rapporté que κ-CN de lait de chamelle contient
un résidu supplémentaire de proline dans sa séquence (Pro95). Ce résidu de proline
supplémentaire devrait jouer un rôle important dans la stabilité de l'ordre de κ-CN de lait de
chamelle comparé à l'ordre de κ-CN de lait de vache (Kappeler et al., 1998). Toutefois, la présure
bovine a été signalée pour coaguler le lait de chamelle moins facilement que la présure de
chamelle (Wangoh et al., 1993). La coagulation du lait de chamelle par l'action des deux présures
a été attribuée au contenue de pepsine dans la préparation de présure utilisé (Wangoh et al., 1993).
Une teneur plus élevée de pepsine en présure a comme conséquence un temps plus rapide de
coagulation. D'autres propriétés des protéines du lait de chamelle (caséine et les protéines de
lactosérum) ont également été significativement différentes des protéines du lait de vache
comprennent une mobilité électrophorètique plus faible (Farah, 1986; Farah and Farah-Riesen,
1985) .Comparé au lait de vache, le lait de chamelle a montré un degré inférieur d'hydrolyse après
la réaction à des enzymes pancréatiques (Al Haj et al., 2010).
1.8.3 Les protéines de lactosérum
Les protéines de lactosérum sont les deuxièmes composantes principales de protéines du lait de
chamelle et constituent 20-25% des protéines totales. Le contenu de protéine de lactalbumine de
lait de chamelle s'étend entre 0.63 et 0.80% du lait (Khaskheli et al., 2005).
Généralement la composition des protéines de lactalbumine de lait de chamelle est différente à
celle du lait de vache, où le lait de chamelle est déficient en β-lactoglobuline, comme également
observé pour le lait humain (Al Haj et al., 2010). Les protéines de lactalbumine de lait de vache, la
12
β-lactoglobuline est le composant principal (50%) et α-lactalbumine est le second (25%), alors que
dans le lactosérum du lait de chamelle, β-lactoglobuline est déficiente (Farah, 1986; Farah and
Atkins, 1992; Kappeler et al., 2003; Merin et al., 2001 et Konuspayeva et al., 2009) et αlactalbumine est la principale composante.
De grandes différences ont été trouvées dans la séquence d'acides aminés de l‘α-lactalbumine de
lait de chamelle par rapport à d'autres espèces, y compris des espèces bovine et caprine.
Le lactosérum du lait de chamelle contient des composants principaux comme l'albumine sérique,
la lactoferrine, des immunoglobulines et les protéines de reconnaissance du peptidoglycane Farah,
1993; Kappeler et al., 2004 ; Merin et al., 2001). La lactoferrine de différentes sources de lait est
connue pour maintenir le fer au pH plus bas de 3-4 (Al Haj et al., 2010). En revanche, la
lactoferrine dans le lait de chamelle a été trouvé à perdre de fer de son N-lobe à pH 3-4 et de son
C-lobe à pH 6-7 (Al Haj et al., 2010).
1.8.4 Matière grasse
La teneur en matière grasse du lait de chamelle est comprise entre 1,2 et 6,4% (Konuspayeva,
2007 ; Konuspayeva et al., 2009) et la moyenne est de 3,5 ± 1,0 %. Une forte corrélation positive
a été trouvée entre les teneurs en matières grasses et en protéines (Al Haj et al., 2010). La teneur
en matière grasse du lait de chamelle a été signalée à la diminution de 4,3 à 1,1 % dans le lait
produit par les chameaux assoiffés.
Par rapport au lait de vache, la graisse du lait de chamelle contient de petites quantités de chaîne
d'acides gras et une faible teneur en carotène, cette faible teneur en carotène pourrait expliquer la
couleur blanche de la graisse du lait de chamelle (Al Haj et al., 2010). Des teneurs plus élevées
d'acides gras à longue chaîne ont également été signalés pour la matière grasse du lait de
dromadaire par rapport aux matières grasses du lait de vache (Konuspayeva et al., 2008). De
même, les valeurs moyennes de la teneur en acides gras insaturés (43%) étaient plus élevés dans le
lait de chamelle, en particulier les acides gras essentiels (Al Haj et al., 2010). La matière grasse du
lait humain contient une teneur élevée en acides gras insaturés par rapport aux bovins et la graisse
du lait de chamelle (Al Haj et al., 2010). Il a été rapporté que le pourcentage d'acides gras saturés
est plus élevé dans la matière grasse de lait de vache (69,9%) que dans les matières grasses du lait
de chamelle (67,7%) (Konuspayeva et al., 2008).
La moyenne de la teneur en cholestérol de la matière grasse du lait de chamelle (34.5 mg/100g)
s'est avérée plus élevé que celui rapporté pour la matière grasse du lait de vache (25.63 mg/100g)
13
(Konuspayeva et al., 2008). Néanmoins, il a également été jugé qu‘il est inférieur à celle rapportée
pour certain lait de vache. En outre, la matière grasse du lait de chamelle est plus visqueuse
(Konuspayeva, 2007;Konuspayeva et al., 2009 ;Al Haj et al., 2010).
1.8.5 Lactose
La teneur en lactose de lait de chamelle varie de 2,40 à 5,80%, la moyenne est de 4,4 ±0,7 %
(Konuspayeva et al., 2009). La grande variation de la teneur en lactose peut être dû au type de
plantes consommées dans les déserts (Khaskheli et al., 2005). Les chameaux préfèrent
généralement les plantes halophiles comme Atriplex, Acacia salosa pour répondre à leurs besoins
physiologiques des sels (Yagil, 1982). Ainsi, le lait de chamelle est parfois décrit comme sucré,
salé et à d'autres moments aussi amers. Il a été signalé que la teneur en lactose est le seul élément
qui reste presque pratiquement inchangé au cours d'une saison et sous conditions hydratés ou
déshydratés (Al Haj et al., 2010).
1.8.6 Teneur en minéraux
La teneur totale en sels minéraux est généralement exprimée en cendres totales, varie de 0,60 à
0,90% en lait de chamelle et la moyenne est de 0,79±0,07 % (Konuspayeva et al., 2009.). Les
variations de la teneur en minéraux ont été attribuées à la variabilité des races, d'alimentation, les
procédures analytiques et la consommation d'eau (Al Haj et al., 2010). Les valeurs moyennes et
écart-type de minéraux du lait de dromadaire sont les suivants: Calcium, 114 ± 13 mg/100g; de
Potassium, 156 ± 38 mg/100g; de Sodium, 59 ± 16 mg/100g; de Fer, 0,29 ± 0,09 mg/100g; de
Magnésium, 10,5 ± 1,8 mg/100g; Manganèse, 0,05 ± 0,03 mg/100g et de Zinc, 0,53 ± 0,08
mg/100g. Les valeurs de ces éléments sont utilisées comme indices dans la recherche et la
detection du fonctionnement du métabolisme du dromadaire. La concentration du sodium dans le
serum du dromadaire est la valeur la plus élevée chez les animmaux domestique (Aichouni et al.,
2013).
Le lait de chamelle est une source riche en chlorure (Khaskheli et al.,.2005) en raison de fourrages
consommés par les chameaux, comme Atriplex et Acacia, qui contient habituellement une forte
teneur en sel (Yagil, 1982). La réduction des composants du lait et la grandes augmentations de la
teneur en chlorure de lait de chamelle déshydraté peut être une autre cause pour le goût salé de lait
de chamelle. Les minéraux Na, K, Fe, Cu et Mn dans le lait de chamelle ont été sensiblement plus
élevé que celui rapporté pour le lait de vache. Le Fer joue un rôle essentiel dans certain nombre de
systèmes biologiques, y compris le transport de l'oxygène et de stockage ainsi que la synthèse
d'ADN (Aichouni et al., 2013). Le Mn est un élément clé qui participe activement dans le
14
métabolisme cellulaire, où la présence de cet élément est important pour le fonctionnement d'un
certain nombre d‘enzymes (Al Haj et al., 2010), y compris les enzymes de la protection cellulaire
contre les dommages des radicaux libres. En outre, la teneur en Ca, P et Mg de lait de chamelle
sont similaires à celui du lait de vache (Al Haj et al., 2010). Aichouni et al. (2013) ont comparé la
composition chimique de certains éléments minéraux dans le sang des chameaux durant la période
estivale et hevernal et ils ont constaté que le taux du phosphore et du calcium trouvé dans le sang
est significativement elevé en hivers par rapport à la saison séche.
1.8.7 Vitamines
Les differents travaux ont rapporté que le lait de chamelle contient de diverses vitamines, telles
que la vitamine C, A, E, D et le groupe B. Le lait de chamelle contient une quantité de vitamine A
et B2 beaucoup moins que le lait de vache, alors que la teneur en vitamine E était identique par
contre le taux et la concentration de la vitamine C dans le lait de chamelle est trois fois plus élevé
que le lait de vache (Farah et al., 1992). La concentration moyenne de la vitamine C dans le lait de
chamelle est 34,16 mg/L (Farah et al., 1992). Par conséquent, le lait cru et fermenté de la chamelle
pourrait être une bonne source de vitamine C pour les personnes vivant dans le désert où les
légumes et les fruits ne sont pas toujours disponibles (Al Haj et al., 2010, El-Agamy, et al., 1998).
Comparé au lait de vache, Il a eté rapporté que la teneur en niacine (B3) est plus élevée dans le lait
de chamelle (Al Haj et al., 2010). Farah et al. (1992) ont signalé que le contenu de la vitamine A
et de la riboflavine (B2) dans le lait de chamelle est inférieur à celui du lait de vache. Les
concentrations moyennes d'acide pantothénique, acide folique et B12 dans le lait de chamelle en
provenance de Jordanie ont été signalés à être beaucoup plus élevé que celui rapporté pour le lait
de vache (Al Haj et al., 2010). Cependant, les concentrations de thiamine (B1) et de la pyridoxine
(B6) dans le lait de chamelle ont été comparables à ceux de lait de vache (Al Haj et al., 2010),
tandis que la concentration de vitamine E était très proche à celle du lait de vache (Farah et al.,
1992).
1.9 Propriétés médicinales du lait de chamelle
L‘utilisation du lait de chamelle contre la famine et aussi comme remède pour différents types de
maladies a été mentionnée en premier lieu dans le musulman Saintes Ecritures, Bukhari, Paroles
du prophète. Cette affirmation est toujours valable aujourd'hui, il peut être de plus en plus motivé
par les résultats de la recherche de la médecine moderne. Un nombre croissant de publications
scientifiques se concentrent sur l‘étude de la vertu médicinale du lait de chamelle qui possède des
15
composants spéciaux. Actuellement, trois maladies courantes que rencontrent les personnes à
travers le monde dans des proportions épidémiques, qui sont les allergies alimentaires, l'autisme et
la maladie de Crohn, qui sont probablement associés à la consommation de lait de vache et de ses
produits. Nous donnons un aperçu de l‘état actuel des connaissances sur les propriétés médicinales
de lait de chamelle.
Le lait de chamelle est très adapté aux besoins nutritionnels de l‘homme, et sa composition a des
similitudes avec le lait maternel. Beaucoup de contes folkloriques ainsi que l'accent de la
recherche scientifique réalisé sur le mythe de propriétés médicinales très puissants de lait de
chamelle ont été portées à l'attention du public au début des années soixante-dix. Ces premièrs
traitements ont été principalement menés dans les pays asiatiques, où les chameaux de Bactriane
prédominent. Recherche sur l‘aspect thérapeutique du lait de dromadaire a débuté tardivement par
apport au lait du chameau bactriane (Yagil et van Creveld, 2000).
1.9.1 Traitement de la tuberculose humaine et les maladies du foie
Urazakov et Bainazarov (1974) et Yagil (1982) ont rapporté que les cliniques de la tuberculose à
Kazaksthan traités avec du lait de chamelle. Les patients, qui ont reçu des thérapies standard avec
le lait de chamelle cru de 1l/j comme supplément, ont pris du poids du corps dû à l‘augmentation
de l‘appétit. En outre, l'amélioration radiologique en termes d'expansion du poumon sans
formation de passe a également été observée. Le traitement a été particulièrement bénéfique pour
les patients atteints de la résistance multiple aux médicaments. Des observations similaires ont été
signalées par Sharmanov et al. (1978); Zagorski et al. (1998) et Zhangabilov et al. (2000).
1.9.2 Le traitement du diabète
Le lait de chamelle contient le double de la quantité d'insuline de lait de vache (Wernery et al.,
2006). Le traitement du diabète discutés lors d'une conférence internationale en Mauritanie (Yagil
et al., 1994), et les études en Inde ont indiqué fermement que le diabète sucré insulino dépendant
(DID ) des patients a considérablement bénéficié de l'apport quotidien de 500 ml de lait de
chamelle, en ayant leur glycémie réduite de manière significative (Agrawal et al., 2002) .
1.9.3 Les allergies au lait
L'allergie au lait est une maladie auto-immune et se produit à l'échelle mondiale dans 1-7 % de
tous les nourrissons. Le lait de chamelle manque la ß-lactoglobuline, un allergène puissant dans le
16
lait de vache, le lait de chamelle fait une alternative puissante pour les enfants souffrant d‘allergies
au lait (Makinen – Kijunen et Palovsvo, 1992).
1.9.4 La sclérose en plaques
Le succès du traitement de la SEP peut être expliqué par une enquête récente décrite par El Agamy (2010). Matière grasse du lait de chamelle ne contient pas seulement des acides gras à
longue chaîne (85%), comparativement à des acides gras à chaîne courte (15%), mais aussi la
matière grasse contient de la sphingomyéline, avec une proportion élevée d'acide nervonique, qui
joue un rôle important dans la biosynthèse des cellules nerveuses de la myéline, qui peuvent
prévenir ou même de guérir la SEP.
1.9.5 La maladie de Crohn
Un lien entre la maladie de Crohn et Mycobacterium avium sp. paratuberculosis (MAP) semble
exister. Par conséquent, l'effet du lait de chamelle peut avoir une influence positive sur la gravité
des symptômes de la maladie. Le PAM pourrait entrer la muqueuse humaine comme un
saprophyte, car il n'est pas toujours complètement détruit par la pasteurisation. Stress sévère peut
conduire à une réponse auto-immune secondaire, ouvrant la voie à la maladie de Crohn. Comme
les bactéries appartient à la famille de la tuberculose et que le lait de chamelle a été utilisé pour
traiter la tuberculose, il devient évident que les propriétés bactéricides puissantes de lait de
chamelle, combinées avec PGRP (peptidoglycane protéine recognitian) ont un effet rapide et
positif sur le processus de guérison. En outre, la consommation de lait de chamelle semble
renforcer le système immunitaire du patient. Composants du lait ont été décrits dans diverses
publications par différents auteurs, en définissant clairement les activités bactériostatiques et
virucides que d'autres attributs remarquables de lait de chamelle, générés par les activités de
protéines protectrices (Kappler, 1998).
1.10 Les bactéries lactiques
L‘essor des bactéries lactiques a bénéficié de celui des grands mammifères, producteurs de lait,
commencé il y a 65 millions d‘années.Il s‘est accentué lorsque l‘homme est passé du statut de
chasseur-cueilleur à celui d‘éleveur, il y a environ 8000 ans avant J.-C. Les premiers vases
perforés de petits trous, retrouvés sur les rives du lac de Neuf châtel, datent de 3 000 ans avant J-C
(Tailliez, 2001) (Fig. 5)
17
Le concept des bactéries lactiques comme un groupe d'organismes mis au point au début des
années 1900. Les interactions des bactéries lactiques dans les aliments bénéficié d'une attention
précoce des scientifiques et ils ont abouti à la contribution significative de Pasteur sur la
fermentation d'acide lactique en 1857, suivi par le premier isolement d'une culture bactérienne
pure, Bacterium lactis, par Listeren 1873. L'utilisation de ferments lactiques pour la production de
fromage et de lait caillé a été introduite presque simultanément en 1890 par Weigrnann (Stiles et
Holzapfel, 1997).
Les bactéries lactiques sont des cellules gram-positif, ayant une forme de coques, de bacille ou de
coccobacille. Les cellules sont généralement immobiles, non-sporulées et micro-aérophiles. Elles
ne possèdent ni catalase, ni nitrate-réductase, ni cytochrome-oxydase. Les bactéries lactiques
constituent un groupe de micro-organismes, assez hétérogènes sur les plans physiologiques et
morphologiques, qui ont la particularité de produire, des quantités importantes d‘acide lactiques à
partir de l‘hydrolyse du lactose et de la fermentation du glucose et/ou du galactose. Ces bactéries
montrent des exigences nutritionnelles complexes en glucides fermentescibles, en acides aminés,
peptides, en vitamines et en sels. Leur classification est réalisée en fonction de leur morphologie,
de leur type de fermentation et de leur température optimale de croissance (Cintas et al., 2001;
Renault, 2002; Nair et Surendran, 2005; Patil et al., 2009).
18
Figure 5: Chronologie du développement de la vie sur Terre. Ma, milliards d‘années ; Mo,
Millions d‘années ; M, milliers d‘années (Tailliez, 2001).
19
Les bactéries lactiques sont capables de fermenter les glucides pour l'énergie et la production
d'acide
lactique.
La
voie
métabolique
du
glucose
peut
être
homofermentaire
ou
hétérofermentaires. Dans le premier cas, deux molécules de lactates ont généré (comme dans
Streptococcus et Lactococcus), et dans la seconde, le lactate, l'éthanol ou l‘acetate et le dioxyde de
carbone sont produits, comme dans certaines espèces de Lactobacillus et les Leuconostoc. Les
bactéries lactiques sont également capables de produire de petites substances organiques qui
contribuent à donner l'arôme et des attributs organoleptiques spécifiques aux produits (Djadouni et
Kihal, 2012).
Les bactéries lactiques possèdent un système protéolytique complexe qui assure leur croissance
dans des milieux à faibles concentrations en acides aminés libres et oligopeptides comme le lait.
Ce système comprend des protéases situées à la surface cellulaire et une large gamme de
peptidases intracellulaires (Drici et al., 2009 ; Lozo et al.,2011)
Le système protéolytique des lactobacilles reste moins documenté par rapport à celui des
lactocoques qui est bien caractérisé. Les lactobacilles montrent généralement une activité
protéolytique plus prononcée que les lactocoques (Moulay et al., 2008; Roudj et al., 2009).
Des études phylogénétiques basées sur des comparaisons de séquences d'ADN ribosomal séparent
ces bactéries dont le contenu GC s'étend de 33 à 67%. Par exemple, Lactococcus lactis
subsp.cremoris (Lc. cremoris) et Lactococcus lactis subsp. lactis (Lc. lactis) sont caractérisées par
un GC de 34 et 35%, respectivement, alors que celui de Lactobacillus (Lb. bulgaricus) est de 50 %
et que les bifidobactéries peuvent atteindre 67% (Renault, 2002; Françoise, 2010).
Les bactéries lactiques sont des cellules procaryotes, hétérotrophes et chimio-organotrophes. Elles
sont Gram +, généralement immobiles, asporulées et ont des exigences nutritionnelles complexes
pour les acides aminés, les peptides, les vitamines, les sels, les acides gras et les glucides
fermentescibles (Dellaglio et al., 1994).
Il est possible de les classer suivant la nature des produits du métabolisme bactérien obtenus à
partir des glucides. En effet les bactéries homolactiques strictes produisent uniquement de l‘acide
lactique, alors que les bactéries hétérolactiques peuvent produire de l‘acide acétique, de l‘éthanol
et du CO2 en plus de l‘acide lactique.
Les divers genres principaux des bactéries lactiques sont: Lactobacillus, Lactococcus,
Carnobacterium, Enterococcus, Lactosphaera, Leuconostoc, Melissococcus, Oenococcus,
Pediococcus, Streptococcus, Tetragenococcus, Vagococcus et Weissella. D'autres genres sont:
Aerococcus, Microbacterium, Propionibacterium et Bifidobacterium (Atlan, 1996; Carr et al.,
2002; Françoise, 2010; Djadouni et Kihal, 2012). Les bactéries du genre Bifidobacterium ne sont
20
pas considérées comme des bactéries lactiques typiques, mais leur usage se répand en industrie
laitière (Tab. 3).
Les bactéries lactiques sont utilisées pour la fermentation d‘un grand nombre de produits d‘origine
animale ou végétale. Seuls les cinq genres Bifidobacterium, Lactobacillus, Lactococcus,
Leuconostoc et Streptococcus sont communément propagés dans les salles à ferments des
industries laitières ou employés dans la fermentation lactique des produits laitiers (Champagne,
1998). Le rôle principal des bactéries lactiques est la production d‘acide lactique qui influence la
texture, le goût et la qualité microbiologique du fromage. En effet, la production d‘acide facilite la
coagulation des protéines par la présure ainsi que la synérèse. L‘abaissement du pH limite aussi la
croissance des bactéries indésirables (Gilliland, 1985, Mami et al., 2012; Djadouni et Kihal,
2010). Enfin, la production d‘acide lactique intervient également dans le goût des produits
fermentés, soit directement dans les produits frais, soit indirectement en agissant sur les activités
enzymatiques pendant l‘affinage.
Les bactéries lactiques sont des microaérophiles et tolèrent de petites quantités d‘oxygène, mais de
trop grandes teneurs peuvent leur être néfastes. Ceci peut probablement être relié au peroxyde
d‘hydrogène (H2O2) qui est produit dans les cellules en présence d‘air. Le H2O2 doit être éliminé
sinon son accumulation devient toxique. Le système le plus efficace d‘élimination du H2O2 est une
enzyme nommée catalase dont les bactéries lactiques sont déficientes. Les bactéries lactiques
possèdent plutôt une peroxydase, moins efficace que la catalase. Ainsi, comme les bactéries
lactiques n‘éliminent pas facilement le peroxyde, elles sont considérées comme micro-aérophiles.
Les bactéries lactiques aromatisantes comme Lactococcus lactis subsp. lactis biovar. diacetylactis
produisent des composés aromatisants qui contribuent au goût des produits frais et à la production
de CO2 responsable d‘ouvertures dans le fromage. Enfin, certaines bactéries lactiques tel que les
leuconostocs produisent des exopolysaccharides qui influencent l‘aspect et la texture des produits
fermentés, ainsi que du peroxyde d‘hydrogène et des bactériocines inhibant la croissance de
bactéries indésirables.
Les lactocoques, leuconostocs, lactobacilles et les streptocoques thermophiles se trouvent
principalement dans laits et les crèmes fermentés ainsi que dans les fromages où ils sont en
quantité dominante et dans lesquels ils jouent un rôle irremplaçable en contribuant à la structure et
au goût et en assurant la conservation et la salubrité des produits.
Les lactocoques se présentent sous forme de coques et forment des chaînes de longueur variable.
Ce sont des bactéries homofermentaires ne produisant que de l‘acide lactique L(+), anaérobies
facultatives à micro-aérophiles. Leur température de croissance optimale est proche de 30°C. Ces
21
bactéries sont thermosensibles et ne peuvent pas croître en présence de 6.5% de NaCl, ou lorsque
le pH est supérieur à 9.6 (Dellaglio et al., 1994). Le genre Lactococcus comporte plusieurs espèces
et sous espèces dont les trois types suivants sont utilisés en fabrication fromagère : Lactococcus
lactis subsp. lactis, Lactococcus lactis subsp. cremoris et Lactococcus lactis subsp. lactis biovar.
diacetylactis.
Le type Lactococcus lactis subsp. lactis biovar. diacetylactis possède un plasmide encodant la
dégradation du citrate en diacétyle, molécule aromatique responsable de l‘arôme du beurre. Les
autres caractères biochimiques sont une croissance à 40°C, en présence de NaCl 4%, et à pH 9,2
(Kihal et al., 1996).
Les leuconostocs se présentent sous forme de coques légèrement ovale généralement des
dilpocoques et forment des chaînes de longueur variable. Chez les cultures jeune moins de 18 h les
chaines sont généralement longues par rapport aux vieilles cultures. Ce sont des bactéries
hétérofermentaires produisant de l‘acide lactique D(+), de l‘acide acétique de l‘éthanol et surtout
du CO2, anaérobes facultatives à micro-aérophiles. Leur température de croissance optimale est
proche de 30°C.
Un lactobacille, encore appelé bacille de Döderlein, est un genre de bactéries à Gram-positif
anaérobies facultatives ou microaérophiles en forme de batonnet. Les espèces du genre
Lactobacillus, forment une partie importante du groupe de bactéries lactiques qui convertissent le
lactose et les autres sucres en acide lactique. Chez les humains, ils sont présents dans le vagin et le
tractus gastro-intestinal, dont ils sont symbiotiques et constituent une petite partie de la flore
intestinale. Ils sont généralement bénins, sauf dans la bouche où ils ont été associés avec des cas
de carie dentaire. De nombreuses espèces sont prédominantes dans le matériel végétal en
décomposition. La production d'acide lactique crée un environnement acide, qui inhibe la
croissance de certaines bactéries nocives. Plusieurs membres du genre ont eu leur génome
séquencé. Certaines espèces de Lactobacillus sont utilisées pour la production de yaourt, fromage,
choucroute, les cornichons, la bière, le vin, le cidre le cacao, et d'autres aliments fermentés, ainsi
que les aliments pour animaux, tels que l'ensilage. Certaines souches de Lactobacillus spp.et
d'autres bactéries lactiques peuvent posséder des propriétés thérapeutiques potentielles, y compris
les anti-inflammatoires et anti-cancers, ainsi que d'autres caractéristiques d'intérêt. Des rapports
ont aussi indiqué que certaines cultures administrées à des animaux ont inhibée des tumeurs du
foie, du côlon, de la vessie et les tumeurs mammaires, en soulignant les effets systémiques des
probiotiques avec des anti-néoplasiques.
22
Les bactéries lactiques constituent un groupe bactérien largement utilisé dans l'industrie
alimentaire dont les principaux genres utilisés sont Lactococcus, Lactobacillus, Leuconostoc,
Pediococcus et Streptococcuss (Carr et al., 2002) (Fig 6).
MEDECINE
INDUSTRIES
ALIMENTAIRES ET
ALIMENTS POUR
ANIMAUX
CHIMIE
UTILISE
BACTERIES LACTIQUES
INGREDIENTS FONCTIONNELS
PROBIOTIQUES
ENZYMES
VITAMINES
CULTURES STARTERS
PRODUITS LAITIERS
EXOPOLYSACCHARIDES
EDULCORANTS
HYPOCALORIQUES
PRODUITS NON LAITIERS
AGENTS ANTIMICROBIENS
BIOCONSERVATEURS
SECTEUR DE LA MEDECINE
Figure 6 : Utilisations et le fonctionnement des ingrédients des bactéries lactiques
(Florou-Paneri et al., 2013)
23
Tableau 3: Classification des grands groupes des bactéries lactiques (Stiles et Holzapfel, 1997,
Carr et al., 2002 )
Formes
Catalase
Nitrate
réductase
Fermentation
Genres bactériens
Betabactérium
Bacille
-
-
Hétérofermentaire
Thermobacterium
Streptobacterium
Bacille
Bacille
-
-
Homofermentaire
Homofermentaire
Streptococcus
coque
-
-
Homofermentaire
Betacoccus
coque
-
-
Hétérofermentaire
Tetracoccus
coque
+
+
Homofermentaire
Lactobacillus
Weissella
Lactobacillus
Lactobacillus
Carnobacterium
Streptococcus
Enterococcus
Lactococcus
Vagococcus
Leuconostoc
Oenococcus
Weissella
Pediococcus
Tetragenococcus
Genres
1.11 Les substances antimicrobiennes produites par les bactéries lactiques
1.11.1 Les acides organique
L'effet antimicrobien primaire exercé par les bactéries lactiques est la production d'acide lactique
et de réduction du pH (Daeschel, 1989). Les acides organiques sont produits soit par la voie
homofermentaire, soit par la voie hétérofermentaire. Le métabolisme du pyruvate conduit à la
formation uniquement d‘acide lactique chez les homofermentaires tandis qu‘il conduit à la
formation d‘acide lactique, acétique et formique, d‘éthanol et de dioxyde de carbone chez les
hétérofermentaires (Liu, 2003).
L‘effet antagoniste des acides organiques résulte de l‘action de leur forme non dissociée. En effet,
la forme non dissociée de l‘acide peut traverser passivement la membrane et acidifier le
cytoplasme par libération du proton, ce qui affecte le métabolisme cellulaire en inhibant certaines
fonctions (Klaenhammer, 1993; Janssen et al., 2007).
1.11.2 Peroxyde d’hydrogène
Le peroxyde d'hydrogène (H2O2) est produit par les bactéries lactiques en présence d'oxygène à la
suite de l'action des oxydases ou des flavoprotéine dinucléotide (NADH), le nicotinamide adénine
peroxydase. L'effet antimicrobien de H2O2 peut résulter de l'oxydation de groupes sulfhydrile
provoquant la dénaturation d'un certain nombre d'enzymes, et de la peroxydation des lipides
24
membranaires qui augmentent la perméabilité de la membrane. H2O2 peut être aussi un précurseur
pour la production des radicaux libres bactéricides tels que les superoxydes (O2) et les radicaux
hydroxyles (OH) qui peuvent endommager l'ADN (Ammor et al., 2006)
1.11.3 Reutérine
La reutérine (β-hydroxypropionaldéhyde) est une molécule ayant une activité antimicrobienne à
un large spectre vis-à-vis des bactéries pathogènes d'origine alimentaire et des microorganismes de
détérioration. La reutérine est soluble dans l'eau, résistant à la chaleur, aux enzymes protéolytiques
et lipolytiques et elle est stable sur une large gamme de pH. L‘utilisation de la reutérine pour
contrôler les germes pathogènes Gram-positives et Gram-négatif a été étudiée dans le lait, les
produits laitiers et les produits carnés (Arqués et al., 2011).
1.11.4 Diacétyle
Le diacétyle, est un composant d'arôme, produit par des souches lactiques qui fermentent le
citrate. Ce composant inhibe la croissance des bactéries Gram-négatives en réagissant avec
l'utilisation d‘arginine. Jay (1982) a montré que les bactéries Gram-négatives étaient plus sensibles
au diacétyle que les bactéries Gram-positives.Le diacétyle à 34,4 µg/ml inhibe les souches de
Listeria, Salmonella, Yersinia, E. coli et Aeromonas (Ammor et al., 2006)
1.11.5 Le dioxyde de carbone
Le dioxyde de carbone est produit principalement par les bactéries lactiques hétérofermentaires
des espèces de Leuconostoc et de Lactobacillus hétérofermentaires. Le mécanisme de son action
antimicrobienne est méconnu. Cependant, le CO2 peut jouer un rôle dans la création d'un
environnement anaérobie qui inhibe la décarboxylation enzymatique, et l'accumulation de CO2
dans la bicouche lipidique de la membrane peut entraîner un dysfonctionnement de la
perméabilité. Le CO2 peut inhiber efficacement la croissance de nombreux micro-organismes
d'altération des aliments, en particulier des bactéries psychrotrophes Gram-négatives (Farber,
1991). Le degré d'inhibition de CO2 varie considérablement entre les organismes. CO2 à 10% (v/v)
pourrait réduire le nombre de bactéries totales par 50% (v/v), et à 20-50%, il avait une forte
activité antifongique (Ammor et al., 2006).
25
1.11.6 Les bactériocines
1.11.6.1 Définition des bactériocines
Les bactéries lactiques produisent une variété de peptides ou des protéines ayant une activité
antibactérienne. Ces molécules appelées bactériocines pourraient être mieux utilisées dans
diverses transformations laitières, notamment pour assurer la sécurité hygiénique de certains
fromages (Benhamouche et al., 2012).
Différentes définitions des bactériocines ont été données au cours du temps. Cependant, la
définition qui reste la plus largement acceptée est celle de Klaenhammer (1988) qui définit les
bactériocines comme des protéines, ou complexes protéiques. Le spectre d'action des bactériocines
est plutôt étroit, limité aux espèces taxonomiquement proches du producteur. La synthèse d'une
protéine d'immunité protège l'organisme contre sa propre bactériocine (Héchard et al., 1993).
Les bactériocines représentent une large classe de substances antagonistes qui varient
considérablement du point de vue de leur poids moléculaire, de leurs propriétés biochimiques, de
leur spectre d‘action et de leur mode d‘action (Klaenhammer, 1988). Toutes les bactériocines
produites par des bactéries lactiques décrites jusqu‘à présent ont une activité dirigée contre les
bactéries à Gram+. Aucune bactériocine produite par des bactéries lactiques avec une activité
contre des bactéries à Gram- n‘a été décrite, la membrane externe des bactéries à Gram- ne
permettant pas aux bactériocines d‘atteindre la membrane interne, siège de leur activité (Dortu et
Thonart, 2009).
Les bactériocines diffèrent de la plupart des antibiotiques thérapeutiques, sont des agents
protéiniques qui sont digérés rapidement par les protéases dans le tractus digestif humain (Parada
et al., 2007).
Les bactériocines présentent un spectre d‘activité étroit envers des espèces pathogènes. Elles ont
un optimum de stabilité, de solubilité et d'activité à pH acide. Elles sont inactivées par les
protéases et sont thermostables (Labioui et al., 2005)
Ces substances représentent un intérêt dans la conservation des denrées alimentaires par leur
capacité à réguler la microflore existant dans les produits fermentés et inhibent la croissance des
germes pathogènes (Dortu et Thonart, 2008).
En agro-alimentaire seule la nisine synthétisée par Lactococcus lactis est utilisée comme additif
alimentaire afin d‘inhiber la croissance des espèces nuisibles responsables des intoxications
(Doumandji et al., 2010). La nisine est efficace contre les germes pathogènes tels que Listeria
monocytogenes, Staphylococcus aureus, Clostridium tyrobutiricum (Kalchayanand et al., 2008).
26
1.11.6.2 Le spectre d’activité des bactériocines
Les bactériocines ont un mécanisme d'action commun sur les cellules sensibles par la formation de
complexes de poration transitoires ou des canaux ioniques dans la membrane cytoplasmique qui
provoque la dissipation totale ou importante de la force motrice de protons (Arqués et al., 2011).
Les bactériocines sont des peptides ribosomaux (Benmechernene et al., 2013). Leur action est
généralement inactive contre les bactéries à Gram négatif en raison de la présence de la membrane
externe (Dortu, 2008; Benhamouche et al., 2012) et présentent un spectre d‘activité
antimicrobienne à large spectre étroit au sein de la même espèce ou d'un large spectre à travers les
genres, ils peuvent donc créer un avantage sélectif pour la souche productrice et contribuer à
l'inhibition des micro-organismes d'altération et pathogènes (Jans et al., 2012).
1.11.6.3 La biopréservation :
Les bactéries lactiques ont été réalisées comme un groupe de bactéries bio- préservatif au début
des années 1900 (Narayanapillai et al., 2012).
Nisine, la seule bactériocine autorisée comme agent de conservateur alimentaire dans plus de 50
pays, est produite par certains Lactoccocus lactis et il est actif contre les bactéries à Gram
positives indésirables associés aux aliments. La combinaison des bactériocines avec d'autres
agents antimicrobiens, afin de réduire la sélection pour la résistance aux bactériocines des souches
cible ou pour prolonger son activité inhibitrice de bactéries gram-négatives ont été rapportés
(Amoor et al., 2006; Arqués et al., 2011).
L‘intérêt des agents antimicrobiens produits naturellement, comme les bactériocines, est en
augmentation, puisque les consommateurs de nos jours demandent des aliments ‗‗ naturels‘‘ et peu
transformés (Herreros et al., 2005). Les bactériocines produites par les bactéries lactiques ont reçu
une attention considérable au cours des dernières années pour leur possible bio-préservative dans
les aliments, avec une réduction résultante de l'utilisation de conservateurs chimiques
(Narayanapillai et al., 2012).
Plusieurs bactériocines de bactéries lactiques offrent des applications potentielles dans la
conservation des aliments et l'utilisation des bactériocines dans l'industrie alimentaire peuvent
aider à réduire l'ajout de conservateurs chimiques ainsi que l'intensité des traitements thermiques,
qui peuvent produire des aliments qui ne sont plus naturellement préservés et riches en
organoleptique et qui réduisent les propriétés nutritionnelles (Mami et al., 2008).
Néanmoins, les propriétés chimiques et physiques de l'aliment, comme le pH, enzymes, graisses et
additifs peuvent limiter l'activité antimicrobienne des composés naturels. La recherche sur les
27
effets synergiques de l'action combinée des agents de conservation naturels pour augmenter a
létalité microbienne pourrait atteindre un meilleur niveau de sécurité des produits selon le concept
d'obstacle de conservation des aliments qui serait bénéfique pour les consommateurs et les
producteurs (Arqués et al., 2011).
1.11.6.4 Classification des bactériocines
Les bactériocines produites par les bactéries lactiques sont réparties en quatre classes, comme
proposé par Klaenhammer (1993). Ces quatre classes sont :
Classe I. Les lantibiotiques : peptides de taille inférieure à 5 kDa, stables à la chaleur et qui
contiennent des acides aminés inhabituels soufrés formés post traductionnellement, c‘est-à-dire la
lanthionine, la β-méthyl lanthionine, la déhydrobutyrine et la déhydroalanine (Rajaram et al.,
2010) (T ab.4).

La classe Ia qui comprend des peptides cationiques hydrophobes allongés contenant
jusqu‘à 34 acides aminés.

La classe Ib qui comprend les peptides globulaires chargés négativement ou sans charge
nette et contenant jusqu‘à 19 acides aminés. Certains lantibiotiques sont par ailleurs
constitués de deux peptides agissant ensemble pour avoir une activité comme la lacticine
3147(Dortu et Thonart, 2009).
Classe II. Peptides de taille inférieure à 10 kDa, stables à la chaleur (Rajaram et al., 2010), ne
contenant pas d‘acides aminés modifiés. Leur point isoélectrique varie entre 8 et 10 (Dortu et
Thonart, 2009).
Cette classe est divisée en trois sous-classes :

Classe IIa : contiennent entre 27 et 48 acides aminés et ont toutes une partie N-terminale
hydrophobe contenant la séquence consensus YGNGV ainsi qu‘un pont disulfure et une partie
C-terminale moins conservée, hydrophobe ou amphiphile qui détermine la spécificité d‘action.
Elles ont toutes une activité contre Listeria monocytogenes. Certaines bactériocines de cette
sous-classe contiennent également un deuxième pont disulfure dans leur domaine C-terminale
qui semble être important dans la stabilisation de la structure tertiaire. Il semble par ailleurs
qu‘il leur conférerait une meilleure activité antimicrobienne, une meilleure résistance à
l‘exposition à des hautes températures et un spectre d‘action plus large (Dortu et Thonart,
2009).

La sous-classe IIb : comprend les bactériocines ayant besoin de deux peptides pour avoir
une activité. Deux types de classe IIb peuvent être distingués :
28
Le type E (Enhancing) où la fonction d‘un des deux peptides est d‘augmenter l‘activité de
l‘autre et le type S (Synergy) où les deux peptides sont complémentaires (Dortu et Thonart,
2009).
 La sous-classe IIc contient les bactériocines ne pouvant pas être classées dans les autres
sous-classes.
Classe III. Protéines de taille supérieure à 30 kDa et sensibles à la chaleur (Khay et al.,2011).La
structure et le mode d‘action de ces bactériocines diffèrent complètement des autres bactériocines
produites par les bactéries lactiques.Cette classe ne contient que quatre bactériocines :
L‘helveticin J produite par Lactobacillus helveticus A, l‘enterolysin A produite par Enterococcus
faecium, la zoocin A produite par Spreptococcus zooepidemicus et la millericin B produite par
Streptococcus milleri (Dortu et Thonart, 2009).
Classe IV. Peptides requérant une partie carbohydratée ou lipidique pour avoir une activité. Ils
sont relativement hydrophobes et stable à la chaleur. Aucune bactériocine de cette classe n‘a été
décrite (Dortu et al., 2008 ; Rajaram et al., 2010).
Récemment, un certain nombre de bactériocines de bactéries lactiques ont été biochimiquement et
génétiquement caractérisés (Domínguez-Manzano et Jiménez-Díaz, 2013)
29
Tableau 4: Classification des bactériocines (bactéries à Gram positif) (Garneau et al., 2002).
Classe
Caractéristiques et sous-classes
I. Lantibiotiques:
Des peptides produits ribosomiaux qui subissent d'importantes
modifications post-traductionnelles
Les petits peptides (<5 kDa) contenant lanthionine et méthyl
lanthionine
Ia. Molécules flexibles par rapport à Ib
Ib. Peptides globulaires sans charge nette ou une charge négative
nette
Faible poids moléculaire (<10 kDa), les peptides thermostables
exclusivement constituée par des acides aminés non modifiés
Les Ribosomes synthétisés comme prepeptides inactifs qui sont
activées par clivage post-traductionnelle du peptide de tête Nterminale
IIa. Les peptides simples anti-listeria qui contiennent motif d'acides
aminés YGNGVXC près de leurs extrémités N-terminales
IIb. Deux peptides de Bactériocines
IIc. Bactériocines produites par des cellulesde pauvre-parcours
II. Non
Lantibiotiques:
a
III.Non
De hauts poids moléculaires (> 30 kDa), des protéines faibles chaleur
Lantibiotiques:
IVb
Complexes de Bactériocines portant des fractions de lipides ou de
glucides
30
Matériel et méthodes
Chapitre II:
2-Matériel et méthodes
2.1 Provenance des échantillons et échantillonnage
Durant les trois années d‘étude (2011 à 2013) nous avons prélévé et analysé quarante échantillons
(40) du lait de chamelle qui ont été recueillis dans trois régions différentes du sud ouest algérien
EL bayadh (Elkhietar), Bechar (Abadla) et Naâma. Les échantillons du lait de chamelle d‘Abadla
provient de la race Oueld sidi cheikh (pelage foncé) d‘où on a collecté quatre échantillons le 23
septembre 2011, les‘échantillons d‘El Bayad proviennent de race Rguibi (pelage claire de couleur
blanche ou pie (blan, noir) ou on a collecté six échantillon le 26 septembre 2011 et 10 échantillons
du lait de chamelle de Naâma ont été collectés le 09 février 2012. Les échantillons prélevés dans
des flacons stériles ont été soumis aux analyses de température, pH puis ils ont été transportés au
laboratoire de microbiologie appliquée (Faculté des Sciences, Université d'Oran, es-senia) dans un
récipient isotherme pour l'analyse physico-chimique et microbiologique (Tab. 5).
Les chamelles de ces trois régions, leur alimentation est basée essentiellement sur les plantes des
parcours sahariens: Acacia raddiana Savi (Talha), Artemisia herba alba Asso (Chih), Euphorbia
guyoniana Boiss. Rent. (Moulbina), Trananurn nudatum Del. (Damrane), Retanta retarn Webb.
(Rtam) (Maiza et al 1993).
Tableau 5:Date de prélèvementet provenancedes échantillonsdelaitcru de chamelle à partir de
différentes régions de l‘ouest algérien.
Régions
Race
Bechar (Abadla)
Al-Bayadh (Elkheitar)
Naama(Bouktab)
Nombre
d’échantillon
Date
Ouled sidi Cheikh
04
23 Septembre, 2011
Rguibi
04
22 mars 2012
06
26 Septembre, 2011
06
23 mars 2012
10
09 Février, 2012
10
23 mars 2012
40
06
Rguibi
Rguibi
Total
31
2.2 Études des caractéristiques physico-chimiques du lait de chamelle
Les analyses physico-chimiques ont consisté à mesurer: la température (avec un thermomètre
électronique); le pH (pH mètre Hanna instruments), la densité (avec un thermo-lactodensimètre
réglé à une température de 20 °C) ; l‘acidité dornic par titration à l‘aide d‘une burette graduée, un
mélange de 10 mL de lait et 2 à 3 gouttes de phénolphtaléine à 1 % (w/v) dans de l‘éthanol, puis
titration par solution de NaOH (N/9); la matière sèche, après dessiccation par évaporation à 103°C
pendant 4 h, de 5 g de lait déposé dans une capsule séchée à 103 °C pendant 4h puis tarée ; les
cendres totales, après incinération au four à Moufle à 500 °C pendant 3 h de 5 g de lait déposé
dans une capsule sèche et tarée ; le taux de matière grasse par la méthode de Gerber ; dans un
butyromètre ont introduits 10 mL d‘acide sulfurique concentré, puis 11 mL de lait et 1 mL
d‘alcool amylique ; le butyromètre est bouché puis retourné 3 à 4 fois pour bien mélanger les trois
produits ; la lecture directe du taux de matière grasses est faite sur la branche graduée du
butyromètre retourné après centrifugation pendant 3 à 5 min à 1000 g (Koussou et al., 2007 ;
Javaid et al., 2009).
2.2.1. Dosage des protéines
2.2.1.1 Préparation des échantillons
La préparation des échantillons destinés à l'analyse spéctrophotométrique et électrophorétique,
s'effectue selon les étapes présentés sur la figure (7).
L'écrémage, est réalisé par centrifugation du lait à 3500xg/20 min à 4°C. Le lait est préalablement
porté pendant 10 min au bain marie à 30 - 35°C, en utilisant une agitation douce, afin de permettre
la remontée de la matière grasse en surface. La centrifugation à basse température permet ainsi
d‘avoir une bonne prise en masse de cette matière grasse en surface.
32
Figure 7: Étapes suivies pour l‘isolement des protéines totales
2.2.1.2 Étapes de dosage des protéines
Le dosage des protéines est déterminé selon la méthode de Bradford (1976).
 Une courbe étalon est élaborée en utilisant une solution sérum bovine albumine (1mg/ml)
préparé dans 10 ml d‘eau distillée. Une série de tube en triple exemplaire doit être préparée
comme suit (Tab. 6).
Tableau 6 : Méthode de préparation de la gamme étalon pour le dosage des protéines total du lait
cru de chamelle
Dilution
½
1/3
¼
1/5
1/6
1/7
1/8
1/9
SBA µl
100
100
100
100
100
100
100
100
Eau distillée µl
200
300
400
500
600
700
800
900
33
 2 ml de réactif de Bradford est ensuite ajouté à 100 µl d‘échantillon dans chaque tube. Les
tubes sont laissés à température ambiante pendant 2 min.
 La lecture de l‘absorbance effectuée à 595 nm permet de tracer la courbe d‘étalon de la
densité optique en fonction de la concentration protéique.
 Pour le dosage des protéines totales dans nos échantillons on mélange 2 ml de réactif
Bradford à 100µl de chaque échantillon .Après mesure de la densité optique la
concentration protéique était déduite graphiquement à partir de courbe étalon.
2.2.1.3 Le profil protéique
La diversité des protéines sont détermines par électrophorèse sur gel de Polyacrilamide selon les
conditions décrites par Laemmli, (1970). Les échantillons ainsi que les marqueurs, repris volume à
volume dans le tampon échantillon sont séparés sur gel de polyacrylamide constitué d‘un gel de
séparation à 10 % et d‘un gel de concentration à 5 % (Ghazi et al., 2009). La migration
électrophorètique est réalisée grâce à un système d‘électrophorèse «Max Fill Bioblock Scientific».
La révélation des protéines ainsi séparées se fait par la coloration du gel au bleu de Coomassie (R250) pendant deux heures.
La détermination du poids moléculaire des bandes séparées s‘effectue en faisant migrer dans un
puits, et dans les mêmes conditions, des protéines étalons de PM connus. Un mélange de marqueur
de taille a été préparé avec sérum bovine albumine de (68 kDa), la caséine (24 kDa), αlactalbumine (14 kDa), ovalbumine (45 kDa), la lactoferrine (72 kDa) et β-lactoglobuline (18
kDa) (Buffoni et al., 2011).
2.3 Analyse microbiologiques
2.3.1 La qualité hygienique du lait cru de chamelle
Dix (10) mL d'échantillon de lait de chamelle ont été homogénéisés avec 90 mL d'eau
physiologique stérile pour réaliser une première dilution (10-1). La suspension mère a été utilisée
pour réaliser une série de dilutions décimales appropriées jusqu'à 10-8 en incorporant 1 ml de la
dilution primaire dans des tubes stériles contenant 9 ml d'eau physiologiques stérile (Khedid et al
2009). La flore mésophile aérobie totale (FMAT), est dénombrée sur gélose PCA (Annexe)
incubée 24 h à 30°C. Les coliformes sont recherchés sur gélose lactosée et citratée au
désoxycholate (DCL) (Annexe) incubée 24 heures à 37°C pour les coliformes totaux et à 44°C
pour les coliformes fécaux. Les staphylocoques sont dénombrés sur milieu Chapman (Annesxe) et
incubée 48 heures à 37°C. Les Clostridium sulfito-réducteurs sont dénombrés sur milieu VF
34
(Viande Foie) Agar (Annexe) en tubes pour favoriser les conditions d‘anaérobiose, avec un
traitement thermique 10 min à 80°C àfin d‘activer les spores, Les tubes sont incubés 48 h à 37°C.
Seules les colonies noires sont comptées. La flore fongique est dénombrée sur milieux gélosé
Extrait de Malt (Annexe) incubée 72 h à 30°C.
2.3.2 L'isolement et le dénombrement des bactéries lactiques
1 ml de chaque dilution doit être utilisé pour l‘ensemencement en profondeur de milieu de
culture spécifique pour la croissance des bactéries lactiques MRS et M17 (anexe).
Les milieux de culture de base utilisés sont des milieux MRS (de Man et al., 1960)
(Annexe), M17 (Terzaghi et Sandine, 1975) (Annexe) soit liquides, soit solides par addition d‘agar
2% pour les milieux solides décrits par la Fédération Internationale du Lait (FIL, 1996). Après
incubation (30°C, 24 à 48h), un examen microscopique est effectué après coloration de Gram. La
forme des cellules et leur mode d‘association sont notés.
Les isolats à Gram+ et catalase - sont repiqués de façon alternée sur milieu MRS liquide et
solide (ou M17 liquide ou solide) jusqu‘à purification. A chaque fois, 7 à 10 colonies bien isolées
sont prélevées du milieu MRS solide (ou M17 solide) et transférée sur MRS liquide (ou M17
liquide) et vice versa. La pureté de la souche est vérifiée par une observation microscopique;
l‘aspect des colonies (forme, couleur, taille) et l‘aspect caractéristique de la culture des bactéries
lactiques en milieu liquide. La pureté de la souche doit être obligatoirement contrôlée par un
examen microscopique.
2.3.3 Conservation des bactéries lactiques
2.3.3.1 La conservation à court terme
La conservation des isolats purifiés est réalisée par ensemencement sur gélose inclinée. Après
incubation à 30°C pendant 18 heures, les tubes sont conservés à + 4°C. Le renouvellement des
cultures se fait tous les trois semaines (Saidi et al., 2002).
2.3.3.2 La conservation à long terme
A partir des jeunes cultures (18 h) sur milieu liquide, les cellules sont récupérées par
centrifugation à 4000 t/min pendant 10 min. Une fois le surnageant éliminé, on ajoute le milieu de
conservation sur le culot. Le milieu de conservation contient du lait écrémé 0,2% d‘extrait de levure
et 30% de glycérol. Les cultures sont conservées en suspension dense et en tubes Eppendorfs à -
35
20°C. En cas de besoin, les cultures sont repiquées dans le lait écrémé à 0,5% d‘extrait de levure,
avant utilisation (Saidi et al., 2002, Guessas et Kihal 2004 ).
2.3.4 Identifications des isolats
Les analyses entamées nous permettent de classer les isolats en différents genres. Pour
l‘identification au niveau espèce et sous espèces, les tests biochimiques s‘avèrent nécessaires pour
mener à bien cette tache.
L'identification des isolats de bactéries lactiques a été réalisée en plusieurs étapes:
La croissance en présence de NaCl (4% et 6,5%) et à pH 9,6.
L‘habilité à croître sur milieu M17 en présence de NaCl à différentes concentrations de
NaCl (4% et 6,5%) et à pH de 9,6 a été observé pendant 2 à 3 jours d‘incubation. Les lactocoques
ne poussent pas en présence de 6,5% de NaCl; ce test permet de séparer les lactocoques
(streptocoques lactiques), des entérocoques (streptocoques fécaux) (Devriese et al., 1993, Badis et
al., 2004).
La thermorésistance est réalisé uniquement pour les cocci, sur MRS liquide et
solide (ou M17 liquide et solide) à une température de 60°C pendant 30 min (Samelis et al. 1994).
Pour les souches qui se sont développées après ce traitement le test a été refait à 63,5 °C pendant
30 min (Stiles et Holtzapfel, 1997; Klein et al., 1998; Badis et al., 2005).
La croissance à 10°C et à 45°C a été effectuée.
L‘hydrolyse de l‘esculine détectée par le noircissement du bouillon MRS modifié
contenant 0,5 % d‘esculine et 0,05 % de citrate ferrique ammoniacal la lecture est faite après 24 h
à 48 h, par rapport a un témoin non ensemencé.
Le type fermentaire, par définition, l‘hétérofermentation est la capacité des
bactéries lactiques à produire des molécules différentes du lactate telles que le CO2, l‘acétate,
l‘éthanol à partir de la dégradation des sucres.
L‘ensemencement des souches s‘effectue dans un milieu liquide (M17 ou MRS)
contenant au préalable une cloche de Durham (Harrigan et McCance, 1976; Garvie, 1984;
Schillinger et Lücke, 1987). Le bouillon contenant la souche est recouvert de paraffine et
l‘ensemble est mis à incuber à 30°C. Les tubes sont observés pendant 3 à 5 jours en fonction de
l‘aspect du milieu (trouble), le décollement de la paraffine, et le dégagement gazeux dans la
36
cloche. La production du gaz dans la cloche indique que la souche est hétérofermentaire, dans le
cas contraire elle est homofermentaire.
Recherche de l‘arginine dihydrolase (ADH). Le milieu M16 BPC de (Thomas,
1973) permet la détection de la dégradation de l‘arginine par les bactéries lactiques possédant une
arginine dihydrolase et la libération de NH3 se manifeste par une réalcalinisation du milieu et une
neutralisation de l‘acidité produite par les souches lactiques.
2.3.5 Détermination de l’espèce
2.3.5.1 Profil fermentaire des carbohydrates
La fermentation des carbohydrates en galeries classiques de tubes sur milieu liquide MRS (voir
annexe) contenant le pourpre de bromocrésol (0,04 g/l) comme indicateur de pH et additionné
avec 1% de carbohydrates. Les carbohydrates testés sont : (arabinose, ribose, xylose, galactose,
fructose, mannitol, sorbitol, cellobiose, maltose, lactose, melibiose, succrose, trehalose, raffinose,
esculin). Ce test est réalisé dans des mini préparations en plaque ELISA (Boumehira et al., 2011;
Guessas et al., 2012).
2.3.6 Caractérisation technologique
2.3.6.1 Production des composés aromatiques
La production d‘acétoïne (acétylméthylcarbinol) est testée sur milieu Clark et Lubs (voir annexe).
Les souches sont cultivées sur ce milieu; Après 24h d‘incubation, le test se fait par la réaction de
Voges-Proskaeur dite réaction de V.P (Avril et al., 1992).
Dans un tube à hémolyse, 2 ml de cette culture sont transvasés, 0,5 ml d‘une solution de soude
(NaOH) à 16% dans l‘eau distillée (VP1) et 0,5 ml de réactif α-naphtol à 6% dans l‘alcool absolu
(VP2). On agite soigneusement les tubes et on laisse au repos 5 à 10 min à température ambiante. La
production d‘acétoïne se traduit par l‘apparition d‘un anneau ou la diffusion de la couleur rose à la
surface du milieu. (Zourari et al., 1992 et Djadouni et Kihal, 2012).
2.3.6.2 Production de dextrane
La production du dextrane à partir du saccharose est mise en évidence sur milieu solide MSE (voir
annexe) qui est ensemencé par striation puis incubé pendant 48 h à 30°C. (Zarour et al., 2012). Les
souches productrices de dextrane sont caractérisées par la formation de colonies larges, visqueuses et
gluantes
37
2.3.6.3 Utilisation du citrate en présence de sucre fermentescible (glucose)
L‘utilisation du citrate est étudiée sur milieu Kempler et Mc Kay (1980) (voir annexe). Ce milieu
contient une solution de ferricyanide de potassium et une solution de citrate ferrique. La présence
du citrate dans le milieu inhibe la réaction entre l‘ion ferrique et le ferricyanide de potassium. La
fermentation du citrate est recherchée sur le milieu de Kempler et McKay (KMK) qui est
ensemencé par striation puis incubé pendant 48h à 30°C. La capacité de fermenter le citrate par les
souches testées est révélé par l‘obtention de colonies bleues.
2.3.6.4 Etude de l’activité protéolytique
L'aptitude à la protéolyse des caséines du lait des différentes espèces est recherchée sur milieu
PCA lait (voir annexe), L'appréciation de l'activité protéolytique se fait par l'apparition d'un Halot
claire autours de la colines (Badis et al., 2004, Moulay et al., 2006; Drici et al., 2009,).
2.3.6.5 La détermination de l’acidité dornic
Un prélèvement de 10 ml de la culture est transféré dans une fiole conique de 100 ml et 5 gouttes
d'une solution de phénophtaléine (2 mg/ml dans l'éthanol 60°) sont ajoutées. La neutralisation de
l'acidité par NaOH 1/9N jusqu'à apparition d'une couleur rose persistante et le volume est noté à
partir de la solution titrante indiquant ainsi l'acidité produite estimée en degré dornic (Kihal et al.,
1996, Rahli et al., 2013, Mami et al., 2014).
2.4 Etude de la cinétique de croissance
2.4.1 Effet de la température sur la cinétique de croissance et d’acidification
La cinétique de croissance des six souches a été réalisée sur milieu MRS pH 6,8. A partir d‘une
culture jeune sur milieu MRS pH 6,8, 100µl est prélevé et mise dans un tube stérile contenant
10ml de MRS pH 6,8. Les tubes étaient incubés à différentes températures (30, 37 et 45°C). A
chaque point d‘observation choisis (0, 2, 4, 6, 8, 18, 24 et 48h), la croissance bactérienne était
suivie par mesure de la densité optique à 600 nm etl‘acidification du milieu par pH mètre.
2.4.2 Effet de la source de carbone sur la Cinétique de croissance et d’acidification
La cinétique de croissance des six souches a été réalisée sur milieu MRS modifié à pH 6,8 (voir
annexe). Le culot cellulaire est obtenu par centrifugation des cultures jeune en milieu MRS des
souches retenus (après 18 h d'incubation). Le culot est lavé dans du Eau physiologique (EP) par
centrifugation 4000 g pendant 5 min. Le culot ainsi obtenu est dilué dans 2 ml d‘EP, 100µl de
cette solution est répartie dans 10 ml de milieu MRS sans: extrait de viande, extrait de viande et
38
glucose, Un milieu MRS avec glucose et ou le milieu MRS glucose a été remplacé par le fructose,
galactose, amidon et glycérol. L'incubation se fait à 30°C. Une lecture de la densité optique à 600
nm et du pH est faite à intervalle de temps.
2.5 Les inhibitions inter-bactériennes
Les inhibitions inter- bactérienne étaient mises en évidence par différentes méthodes :
2.5.1 Méthode de Flemming et ces collaborateurs
Après 18 h d‘incubation à 30°C, les bactéries étaient ensemencées en touches à l‘aide d‘un
inoculateur multipoint sur la surface du milieu MRS solide. Les touches sont mises à sécher à
température ambiante pendant 30 min, puis à 30°C pendant 18h. 7 ml de gélose molle (0,7 %
d‘agar) contenait 100 µl d‘une culture de 18 h de la souche considéré comme indicatrice est coulé.
Après solidification, les boites de Pétri est met à incubé à 37°C pendant 24h. L‘inhibition de
croissance de la souche indicatrice conduit à la formation d‘une zone claire autour des souches
ensemencées en touches.
2.5.2 Méthode de Barefoot et Klanenhamer
Elle repose sur la diffusion d‘agent inhibiteur dans des puits creusés dans une gélose contenant
dans sa masse une souche indicatrice. Des boites de Pétri contenant 15ml de gélose MRS (voir
anexe) étaient recouvertes de 7 ml de gélose molle de MH (voir annexe) ensemencée de la souche
indicatrice. Après solidification, des puits de 4 mm de diamètre étaient creusés dans la gélose (à
travers la couche supérieure) à l‘aide d‘une cloche de durham stérile. Les boites étaient ensuite
séchées à température ambiante pendant 15 min avant que les puits soient remplis d‘extrait de
culture. Après diffusion de l‘extrait brut de la culture dans la gélose (deux à quatre heures à
température ambiante), les boites sont incubées pendant 24h à 37°C puis examinées pour la
présence des zones d‘inhibitions (zone claire dans une nappe trouble formée par la croissance de la
bactérie indicatrice).
2.5.3 Détermination de la nature de l’agent inhibiteur
Afin de déterminer la nature de la substance inhibitrice produite par les bactéries lactiques, il est
impératif de réaliser une série de test.
39
Inhibition due au eau oxygéné (H2O2)
Pour écarter l‘effet du peroxyde d‘hydrogène dans l‘inhibition des souches pathogènes, les
surnagents des cultures des bactéries lactiques sont traités par 1 mg/ml de catalase puis incubée à
37°C pendant 1 heure. Le surnageant est stérilisé par filtration et testé par la méthode des puits sur
les bactéries pathogènes.
Inhibition due à l’acide lactique
L‘acide lactique est un facteur majeur dans les inhibitions par les bactéries lactiques. Afin
d‘éliminer son effet, les bactéries lactiques sont cultivées dans du MRS liquide tamponné; ainsi
l‘acide lactique produit par la souche lactique sera neutralisé et seule la substance antimicrobienne
si elle est produite exprime son action sur les souches pathogènes.
Recherche de la nature protéique de la substance antimicrobienne
La recherche de substances antimicrobiennes comme les bactériocines, nécessitent la recherche de
la nature de cette substance si elle appartenait aux bactériocines devrait avoir une nature protéique.
Pour ce faire le surnageant de culture de la bactérie lactique productrice est traité par des enzymes
protéolytiques. Ainsi, 1 ml du filtrat de culture est traité par 1mg/ml de pepsine et chymotrypsine
et incubé à 37°C pendant 1 heure. Le filtrat ainsi traité est stérilisé par filtration sur filtre millipore
de 45 μm de diamètre. L‘action de ce filtrat est testée par la méthode des puits sur milieu MH et
incubé à 37°C pour 24 à 48 heures.
Traitement à différentes températures
Dans le but d‘étudier la thermostabilité des substances antimicrobienne, les surnageants de culture
de ces dernières ont été chauffés à différentes température (100 et 120 °C pendant 20 min) puis
testé par la methodes de diffusion en puits.
Traitement à différents pH
Afin d‘étudier la stabilité des substances antimicrobiennes ont été ajustés à différentes valeurs de
pH (2,3, 4, 6, 7, 8, 9, 10 et 12) à l‘aide des solutions de NaOH 1M et de HCl 1M puis maintenus 2
heures à 30°C.
40
Les volumes ainsi traités sont divisés en deux parties, les aliquotes de la première partie sont testés
par la méthode de diffusion en puits après neutralisation à pH7, alors que les aliquotes de la
deuxième partie sont utilisées tel qu‘ils sont .Après 24 h d‘incubation à 37°C, les boîtes sont
récupérées et les différences dans l‘activité antimicrobienne des échantillons traités à différents pH
sont notées pour chaque souche et comparés entre eux et avec leur témoin.
2.5.4 Optimisation de l’activité antimicrobienne :
L'activité antimicrobienne à différentes températures
Les bactéries ont été ensemencées sur milieu MRS liquide puis incubées à 30°C, 37°C et 45°C
pendant 48 heures. Puis la croissance des bactéries ont été stoppée par centrifugation 8000g
pendant 20 min à 4°C. L‘activité antimicrobienne est évaluée par la méthode des puits
L'activité antimicrobienne à différents pH
Les bactéries ont été ensemencées sur MRS liquide avec différentes valeurs de pH (2, 3, 4, 5, 6 et
7) et incubées à 37°C, pendant 48 heures. L‘activité antimicrobienne est évaluée par la méthode
des puits.
L'activité antimicrobienne à différentes source de carbone
La composition du milieu MRS a été modifiée, on utilise MRS sans: extrait de viande, extrait de
viande et glucose, pour évaluer l'effet de ces composés sur la production de composés
antimicrobien. Un milieu MRS avec glucose et ou le milieu MRS glucose a été remplacé par le
fructose, galactose, amidon et glycérol, L‘activité antimicrobienne a été évaluée par la méthode
des puits après 24,48 et 72 heures d‘incubation.
41
Résultats et discussion
Chapitre III :
3-Résultats et discussion
3.1 Les races camelines
Les prélevements du lait ont été faite à partir de race cameline suivantes, race Reguibi et la race
Oulad Sidi Cheikh qui se trouve dans les régions sud ouest de l‘algérie (Fig. 8)
Race Ouled Sidi Cheikh
Race Reguibi
Figure 8 : Les chameaux d‘Ouled Sidi Cheikh et de Reguibi (Region Abadla Béchar).
Suite à une enquête avec les éleveurs de chameau, une chamelle peut produire environ 4,5 litres de
lait par jour dans les régions du sahara (Abadla) .Dans les hauts plateaux (Elkheitar et Naâma) est
légèrement élevée oû la chamelle produit une moyenne de 7 à 8 litres par jour.
3.2 Études des caractéristiques physico-chimiques du lait de chamelle
Les résultats des paramètres physico-chimiques des laits collectés à travers les régions considérées
sont présentés dans le Tableau (7).
Tableau 7 : Analyses physico-chimiques des échantillons de lait camelin collectés.
Paramétres
pH
Moyenne ± ETa
(Septembre)
6,369
±
0,049
6,493
±
0,052
Moyenne± ETa
(Février)
a
Acidité
Dornic
(°D)
18,6
±
0,069
18,3
±
0,082
Densité
1,031
±
0,001
1,032
±
0,001
Matière
sèches
(g/l)
93,4
±
5,42
144,88
±
17,058
Ecart-Type
43
Matière
grasse
(g/l)
30
±
3,36
52,1
±
4,121
Cendres
(g/l)
Protéine
(g/l)
T
(°C)
7,46
±
0,28
8,667
±
0,557
26,3
±
2,23
33,1
±
2,13
35,83
±
0,58
33,95
±
0,770
pH et Acidité
Le pH de l‘échantillon de lait camelin Algérien ayant fait l‘objet de la présente étude à l‘état frais
est égal 6,36 au mois de Septembre et 6,49 au mois de Février. Les travaux d‘Omer et Eltinayal
(2009) ont trouvés des valeurs similaires chez le lait cru de chamelle collectée au Sudan et en
Tunisie par Bornaz et al. (2009). 6,5. Plusieurs auteurs ont révélés des valeurs de pH de lait de
chamelle différentes de ce résultat. Parmi ces auteurs, on peut citer, Mahboub et al., (2010) à
Ouargla et Kihal et al. (1999) à Bechar, qui ont enregistrés des valeurs de pH supérieures soient
6,65 ± 0,132 et 6,57 ± 0,32, respectivement. En revanche, Sboui et al. (2009) en Tunisie,
Siboukeur (2005) à Ouargla et Sawaya et al. (1984) en Arabie Saoudite ont trouvé des valeurs de
pH inférieures, soient 6, 41, 6,31 ± 0,15 et 6,49 ± 0,024 respectivement.
Le lait frais est légèrement acide. Cette acidité provient essentiellement, des protéines, des
phosphates et du CO2 dissous. Il acquièrt ensuite une acidité, dite acidité développée car elle est
provoqué par l‘acide lactique et autres acides issus de la dégradation des sucres par des microorganismes (Badaoui, 2000). L‘acidité mesurée au cours de cette étude est égale à 18.6 °D. Elle
est comparable à celle obtenue par Abidi (2001) et Mahboub et al. (2010) à Ouargla qui est de
l‘ordre de 19 °D, 21,3 ± 1,44 °D et par Sboui et al. (2009) en Tunisie qui est égale à 17,2 °D et les
variations dans la valeur de l‘acidité sont généralement dues à la variation de l‘alimentation des
animaux, aux conditions environnementales ainsi qu‘à la période de lactation (Abutarboush,
1996).
L‘acidité Dornic du lait cru de chamelle est de 18,6°D et 18,3°D en Septembre et Février
respectivement. Les valeurs de l‘acidité dornic observées par Meiloud et al. (2011) en Mauritanie
sont inférieures. En revanche, les travaux d‘Omer et Eltinayal (2009) en Jordanie ont noté des
valeurs supérieures qui se rapprochent de 20°D.
Cette variation de pH et d'acidité dornic du lait cru de chamelle pourrait être due aux conditions
d'hygiène, de la traite et de la charge initiale de la flore microbienne trouvée dans le lait cru de
chamelle (Al-Haj et Al-Kanhal 2010). Le pH, l'acidité dornic sont présentés dans le tableau (7).
Les analyses du pH et de l‘acidité dornic des échantillons de lait cru de chamelle prélevés en
différentes régions et saisons (Septembre et Février) sont sensiblement similaires à ceux observés
par Kamoun (1996) en Tunisie, et Alloui-Lombarkia et al. (2007) en Algérie.
44
La densité
La densité du lait de chamelle collecté à partir du sud ouest algérien est de 1,031 g/cm3 et 1,032
g/cm3 en septembre et février respectivement, ces résultats sont presque sémilaires à ceux obtenus
par Alloui-lombarkia et al. (2007) dans les régions steppiques d‘Algérie et Meiloud et al. (2011)
en Mauritanie. En revanche, Khaskheli et al. (2005) en Pakistan ont enregistré des valeurs
moyennes légerement inférieures qui sont estimé à 1.015 g/cm3
La densité d‘échantillons de lait camelin frais est égale à 1.025 alors que celle du lait bovin est
égale à 1,032. Elle est comparable à celles rapportées par Kamoun (1995), Abidi (2001),
Siboukeur (2007) et Mahboub (2010) soit respectivement 1,028±0,002, 1.020±0,004,
1.023±0.0045 et 1,027±0,006. La densité dépend directement de la teneur en matière sèche qui est
liée fortement à la fréquence de l‘abreuvement.
La matière grasse
La teneur en matière grasse du lait camelin algérien est comprise entre 30 g/L et 52,1 g/L en
Septembre et Février, respectivement. Ces résultats sont identiques à ceux trouvé par (Sawaya et
al., 1984, Meiloud et al., 2011, Alloui-Lombarkia et al., 2007 et Kamal et al., 2007). En revanche,
Hadaddin et al. (2008) en Jordanie ont trouvé des valeurs de 30g/l le mois de février et 25,5 g/l le
mois de septembre. On remarque que les valeurs de la matière grasse sont plus elevées durant le
mois de février par rapport au mois de septembre dans tous les cas etudiés.
La matière sèche
La teneur moyenne en matière sèche totale des laits collectés est de l‘ordre de 144,88 g/L le mois
de Février et 93,4 g/L le mois de Septembre. Cette teneur est proche aux valeurs rapportées dans
d‘autres travaux par Omer et al. (2009) au Soudan, et Kamal et al. (2007) en Egypte. Nous avons
enregistré un taux de matière sèche qui varie entre 150 g/l en Egypte en hiver (Kamal et al., 2007)
et 88,5 g/L chez le lait camelin en Chine (Zhao, 1998).
Le taux de matières sèches du lait camelin est plus faible que celui du lait bovin (Kamoun, 1989).
Ce qui explique la densité enregistrée dans la présente étude et qui est de l‘ordre de 1,032.
Similaire à celle obtenue par Sboui et al. (2009) dans le lait de chamelle, elle est aussi similaire à
celles rapportées pour le lait de vache (de 1,028 à 1,035) par Vignola et al. (2002).
45
Les cendres
Le taux des cendres obtenus dans le lait de chamelle est de l‘ordre de 7,46 g/L et 8,66 g/L le mois
de septembre et Février respectivement. L‘analyse du taux des cendres dans le lait camelin cité
dans les differents travaux varie entre 7 g/L en Pakistan (Abdel-Rahim, 1987) et 9,4 g/L au
Soudan (Omer et Etinay, 2009). Nos résultats sont identiques à ceux trouvés par Haddadin et al.
(2008) en Jordanie (8,4 g/L le mois de février et 7,8 g/L le mois de septembre)
Selon Haddadin et al. (2008) et Shuiep et al. (2008) la teneur moyenne en matière grasse, la
matière sèche et les cendres (Tab. 7) dans le lait de chamelle Algérien marque un écart en saison
chaude et hivernale, cette écart est dû à une variation saisonnière (période chaude) lorsque les
animaux subissent un stress hydrique qui accroît la teneur en eau du lait, les périodes de lactation,
l'état de déshydratation et l‘apport alimentaire des animaux, le rang de la traite influent aussi sur le
taux de la matière grasse, en effet, la traite du matin donne un lait relativement pauvre en matière
grasse par rapport à celui des autres traites ( Kamoun, 1996).
Les protéines totales
Comme indiqué dans le Tableau (7), la teneur moyenne en protéines totales est égale à 26,3 g/l et
33,1 g/l durant le mois de septembre et février respectivement. Ces valeurs sont proches à celles
des valeurs obtenue par Haddadin et al (2008) le mois de septembre en jordanie et Kouniba et al
(2005) en Maroc, El-Hatmi et al (2007) en tunisie et Konuspayeva et al.(2009) en Kazakhstan.
La composition du lait de chamelle trouvé à être moins stables que d'autres espèces telles que le
lait de vache. Cependant, les variations observées dans la composition du lait de chamelle pourrait
être attribué à plusieurs facteurs tels que les procédures analytiques de mesure, l'emplacement
géographique, les conditions d'alimentation et les échantillons étant prélevés à partir de différentes
races, en plus d'autres facteurs, y compris le stade de lactation, et l‘âge (Khaskheli et al., 2005).
L'origine géographique et les variations saisonnières ont été jugées également des facteurs les plus
efficaces dans la composition du lait de chamelle. Konuspayeva et al. (2009) ont étudié l'effet de
l'origine géographique sur le lait de chamelle, la composition du lait de chamelle et ont montré que
la composition du lait de chamelle qui vivent dans l'Est d‘Afrique ont un contenu élevé de
matières grasses que le lait de chamelle vivant en Afrique et en Asie occidentale.
La variation de la composition du lait de chamelle a également été observée pour les chameaux de
la même race (dromadaire), mais domestiqués dans différentes parties du monde Mehaia et al.
(1995). Une relation inverse a été constatée entre la matière solide totale dans le lait de chamelle et
46
la consommation d'eau par les chameaux. Nos résultats indiquent que tous les composants à
l'exception du lactose ont atteint leur maximum au mi-hiver et étaient plus faibles dans la saison
estivale. Par exemple, le taux de la matière sèche est de 13,9% en décembre et Janvier, et de
10,2% en Août en raison de la disponibilité de l'eau potable (Kamal et al., 2007). Dans une autre
étude, la teneur en matière grasse du lait de chamelle a diminué, passant de 4,3% à 1,1% en raison
de l'augmentation de la teneur en eau du lait produit par les chameaux assoiffés (Yagil et Etzion,
1980). L'augmentation observée de la teneur en eau pourrait être attribuée à la diminution totale de
matières sèches produites par les chameaux assoiffés. Le lait de chamelle de la région sud ouest
de l‘Algérie est de couleur blanche mâte, goût légèrement salé et d‘un aspect plus visqueux que le
lait de vache, qui est de couleur jaunâtre. Ces caractéristiques et surtout le goût du lait de chamelle
diffère selon l‘alimentation des animaux et la disponibilité en eau (Farah, 1993). L‘ingestion de
fourrages comme la luzerne, donne un goût sucré, certaines plantes halophytes le rendent salé
(Farah et Bachmann, 1987). Dans notre cas le pâturage des chamelles collecté de ces trois régions,
leur alimentation est basée essentiellement sur les plantes des parcours sahariens: Acacia raddiana
Savi (Talha), Artemisia herba alba Asso (Chih), Euphorbia guyoniana Boiss. Rent. (Moulbina),
Trananurn nudatum Del. (Damrane), Retanta retarn Webb. (Rtam) (Maiza et al 1993) est riche en
plantes halophiles d‘où vient le goût salé du lait.
Le lait de chamelle, en dépit de ses qualités naturelles (c‘est un produit riche en lysozymes aux
propriétés bactéricides, par exemple), n‘échappe pas aux problèmes de contamination. En outre, la
production laitière n‘est pas régulière tout au long de l‘année et les pics de production ne
correspondent pas aux pics de consommation. Le pH du lait de chamelle peut dépendre de la
nature des fourrages et de la disponibilité de l‘eau (Gorban et Izzeldin ,1997), de la teneur en
citrates et en caséines ainsi que de l‘état sanitaire de la mamelle. Il est également influencé par la
force des acides présents dans le lait (Mathieu ,1998). De plus la teneur relativement élevée en
vitamine C du lait camelin, est à l‘origine du pH bas comparé au lait bovin (Saley, 1993). Enfin,
Yagil (1985) estime que le pH bas du lait camelin peut être attribué à la forte concentration en
acide gras volatils (Siboukeur, 2008).
3.3 Profil des protéines totales du lait cru de chamlelle
Le profil électrophorétique par SDS- PAGE des protéines totales du lait chamelle, vache et de
chèvre (Figure. 9) montrent l'apparition de trois fractions diffèrentes dans leurs positions de
migration. L'une de ces fractions a été la fraction majeure de la caséine et les deux autres étaient
des fractions mineures, comme indiqué dans la Figure (9).
47
Différentes fractions de caséine ont été identifiées sur le gel comme décrit précédemment par ElAgamy et al. (1997). L‘analyse électrophorétique de lait de chamelle algérien révèle plusieurs
bandes qui sont identiques à celles du lait de vache et lait de chèvre (Figure. 9) présence d'αlactalbumine à 14 kDa, (Alloui-lombarkiaet al., 2007), lactoferrine à 72 kDa est présente dans les
échantillons de lait de chamelle (C1 et C2) et lait de vache et lait de chèvre. Nos résultats montrent
la présence de SBA et l'ovalbumine dans tous les échantillons. La fraction de caséine est présente
dans tous les échantillons de lait de chamelle, lait de chèvre et lait de vache, mais la βlactoglobuline à 18 kDa est présente uniquement dans le lait de vache et lait de chèvre (El-Agamy
et al., 2009).
Comparés aux données bibliographiques, ces résultats correspondent à ceux rapportés par Farah
(1986), qui en examinant les protéines sériques du lait de dromadaire en SDS-PAGE, a révélé
quatre bandes protéique nettement séparées. L‘une de PM égale à 66000 Da serait équivalente à
l‘Albumine sérique et une autre de PM égale à 14000 serait équivalente à l‘α-La. Les deux autres
protéines de masse moléculaire : 23000 et 43000 n‘ont pas été identifiées. Par ailleurs,
Ochirkhuyag et al (1998) dans une étude sur les protéines sériques du lait de dromadaire d'Egypte,
ont séparé 7 fractions protéiques par chromatographie échangeuse d'anions qu'ils ont par la suite
caractérisés par électrophorèse SDS-PAGE. L‘analyse de leur séquence N terminal montre que
trois protéines (14000, 67000 et 78000) correspondraient respectivement à l‘α-Lactalbumine,
l‘Albumine sérique et à la Lactoferrine. Ereifej et al. (2011) montrent que la β-lactoglobuline qui
induit des effets allergiques pour les enfants n‘a pas été détecté dans le lait camelin collectés de
différentes régions de Jordanie, ces résultats sont similaires a ceux obtenue par nos échantilons du
lait camelin Algérien.
Chaoui-Kherouatou et Attia (2008) ont noté dans ces travaux la présence d‘une faible absorbance
da la caséine κ, et sa migration éléctrophorétique a fait apparaître une bande diffuse d‘intensité
négligeable ; ce qui suggère que le lait camelin renferme une très faible quantité en κ-caséine. Il
est à noter que cette dernière protéine joue plusieurs rôles très spéciaux ; elle représente le facteur
de stabilité de la fraction colloïdale ainsi que la cible principale de la chymosine lors de la
transformation enzymatique du lait. Sa faible représentation dans le lait camelin, pourrait
expliquer les problèmes technologiques liés à la production de certains dérivés lactés.
48
Kit
C1
C2
B1 G1
Figure 9: Profils électrophorétiques des protéines totales par SDS-PAGE de lait cru du
dromadaire. Kit = poids moléculaires (PM) le standards contient: a. Lactoferine (PM 72,000 Da),
b. Serum bovine albumin (PM 68,000 Da), c. Ovalbumine (PM 45,000 Da), d. caseine (PM 24,000
Da), e. β-lactoglobuline (α-Lg, PM 18,000 Da) et f. α-lactalbumine (α-La, PM 14,000 Da). C1 et
C2, lait de chamelle; B1, lait de vache et G1, lait de chèvre.
a
b
ki
te
1
2
3
4
5
6
7
8
CM
GM
c
d
e
f
Figure 10 : Profils électrophorétique des protéines totales par SDS-PAGE de lait cru du
dromadaire. Kit = poids moléculaires (PM) de (1 à 8) lait de chamelle; CM, lait de vache et GM,
lait de chèvre.
49
L‘analyse des profils protéiques de chacune des échantillons de lait étudiées nous a permis
d‘établir le tableau sur lequel la présence d‘une protéine à un niveau S est indiquée par le signe
(+) et l‘absence est indiquée par le signe (−).
Tableau 8. Les résultats de l‘électrophorèse des protéines totales
Bandes
S1
S2
S3
S4
S5
S6
S7
S8
S9
S10
S11
S12
Echantillons
LD1 LD2 LD3 LD4 LD5 LD6 LD7 LD8 LV LC
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
A partir des résultats illustrés dans le tableau 7, on a pu calculer le taux de similitude entre les 10
échantillons selon la loi suivante :
(Chung et al., 1991)
Les différents taux de similitude obtenus dans le type de bandes du lait sont représentés dans le
tableau (9)
Tableau 9. Les taux de similitude entre les 10 échantillons de lait de chamelle d‘Algérie
LD 1
LD2
LD3
LD4
LD5
LD6
LD7
LD8
LV
LCH
LD1
100%
100%
88,89%
75%
85,71%
80%
84%
94,73%
57,14%
82,35%
LD2
LD3
LD4
LD5
100%
88,88%
75%
85,71%
80%
84%
94,73%
57,14%
82,35%
100%
87,50%
85,71%
90%
95%
94,73%
57,14%
70,58%
100%
73,68
87,50%
82,35%
82,35
66,66%
66,66%
100%
95,65
90,90%
90,90%
58,82%
59%
50
LD6
LD7
LD8
LV
LCH
100%
95,23% 100%
85,71% 90%
100%
62,50% 66,66% 53,33% 100%
73,68% 77,77% 77,77% 76,92% 100%
Figure 11: Reproduction schématique des profils protéiques de lait cru de chamelle d‘Algérie
LD1
LD2
LD3
LD4
LD5 LD6
LD7 LD8
CM
GM
S1
S2
S3
S4
S5
S6
S7
S8
S9
S10
S11
S12
Tree Diagram for 10 Variables
Single Linkage
Euclidean distances
LD1
LD2
LD3
LD6
LD7
LD5
LD4
LD8
LV
LCH
30
40
50
60
70
80
90
100
110
(Dlink/Dmax)*100
Figure 12 : Dendrogramme permettant le rapprochement des différents échantillons du lait cru de
chamelle de différentes régions
51
Ces analyses ont montré que le lait de chamelle collecté présente absolument une composition très
semblable à celle du lait bovin, notamment en nutriments de base (protéines, matière grasse et
lactose) où son apport protéique est important (33,1 ± 2,6 g/l). Les protéines ont été isolées et
caractérisées par électrophorèse sur gel de polyacrylamide (SDS-PAGE). Les diagrammes ont
montré que des homologues aux protéines importantes du lait bovin sont identifiés excepté pour la
β-Lactoglobuline qui est absente dans les echantillons du lait camelin. Les profils des laits de
chamelle se singularisent en outre par l‘existence de bandes supplémentaires, attribuées pour
certaines aux variants génétiques de la caséine β et à l‘α-lactalbumine (Si Boukeur, 2008).
Retenant la β-Lactoglobuline, qui est la protéine majoritaire dans le sérum du lait de la plupart des
espèces laitières, elle semble absente dans le lait humain et camelin. En effet, en dehors de
Liberatori et al., (1979) qui avaient mis en évidence sa présence dans le lait camelin, les autres
auteurs concluent plutôt à l‘absence de cette protéine dans le lait de chamelle (Farah, 1993 ; Smail
et al., 2002 ; Siboukeur, 2008). Des Immunoglobulines du lait de chamelle ont été isolées et
caractérisées : IgG, IgM, IgA avec une prédominance de la classe G composée par plusieurs sous
classes (El-Agamy et al., 1996 ; El-Agamy, 2000).
Dans ce cadre, une étude portant sur l‘activité antivirale et antibactérienne du lait de chamelle a
révélé que les Immunoglobulines ont un faible effet contre les bactéries mais une activité
antivirale élevée notamment contre les rotavirus (El-Agamy et al, 1992).
Les nanobodies se sont des anticorps à chaîne lourde, ont été découverts dans le sérum des
camélidés dans les années 1990. Ces anticorps ont un seul domaine variable dénommé VHH,
anticorps à domaine unique, ou nanobodie. Les nanobodies ont une meilleure pénétration dans les
tissus et avec une pharmacodynamie efficace, moins d'interférences avec la plus grande variété du
système thérapeutique. La défense immunitaire de l'hôte par les nanobodies est due à leur petite
taille (2,5 nm de diamètre et de près de 4 nm élevées), avec une grande stabilité aux différents
facteurs exogènes biotique et abiotiques. Les nanobodies possèdent une grande capacité de
repliement, et la liaison aux épitopes uniques inaccessibles aux anticorps conventionnels
(Ardekani et al., 2013)
A partir du dendrogramme présentée dans la figure 12 il existe tout d‘abord une classe constituée
de deux échantillons (LD1 et LD2) ; ensuite apparètre une deuxiemme classe inclut quatre
échantillons (LD3, LD6, LD7 et LD5), cette dernière regroupée à une distance d‘agrégation de
67, après cette classe surviennent la classe trois (LD4) qui rejoint les deux classe précédente par
52
une distance de 69, l‘échantillon LD8 appartient à la classe quatre et qui rejoint la classe trois par
une distance d‘agrégation de 74,enfin la classe cinq et six regroupe l‘échantillon LV et LCH à une
distance d‘agrégation de 90 et 100 respectivement.
Les échantillons de la classe 1 colléctés à partir de la région d‘Abadla et les échantillons de la
classe 2 et 3 collécté de la wilaya d‘El-bayadh et Naâma.La distance de classe 1 est de 41 elle est
eloigneé a celle de groupe 2 et 3 ces souches appartiennent au cheptel du dromadaire donc cette
variation est dû au type de fourage, la région et la race camelline
Pour les classes 5 et 6 sont étroitement hétérogènes des classes 1, 2, 3 et 4 vu la variation du
cheptêl la région et le types de fourage, la classe 5 appartienne au lait de vache et la classe 6 au lait
de chèvre ces deux échantillons sont colecté de la région de Messereghine wilaya d‘Oran.
3.4 Qualité hygiéniques et microbiologique du lait cru de chamelle
Nous avons procédé dans cette étude à l‘isolement et au dénombrement de la flore de
contamination des échantillons du lait cru de chamelle collecté le mois de sptembre et le mois de
février, les résultats obtenus sont présentés dans le tableau (10).
Tableau 10. Comparaison de la microflore du lait cru de chamelle en Février et Septembre)
Microorganismes
FTAM
Staphylococcus aureus
Coliformes totaux
Coliformes fécaux
Clostridium
Flore fongique
Max (Février)
cfu/ml
30 ± 3 104
35 ± 3,4 10
20 ± 2,4 102
00
00
00
53
Max (septembre)
cfu/ml
40 ± 2,2 105
290 ± 13
140 ± 4,2 10
00
00
37± 3,3 104
(b)
(a)
Figure 13 : Aspect morphologique des cultures isolées:(a) Aspect macroscopique des colonies et
(b) observation microscopiques des Staphylococcus aureus
La qualité hygiénique des échantillons de lait cru de chamelle provenant de différentes régions
indique la présence de germes totaux aérobies mésophiles avec un taux moyen de 40 ± 2,2 105 ufc/
mL le mois de septembre et 3 104 ufc/ mL le mois de février. Ces résultats sont similaires à ceux
obtenus par El-Ziney et Al-Turki (2007) en Arabie Saudite.Benkerroum et al. (2003) indiquent
que le taux de la microflore aérobie mésophile varie de 3 log à 7 log .Hassan et al. (2008) ont
compté un nombre de 7,5 log de la FTAM
La présence des coliformes totaux a une moyenne de 140 et 20 102 ufc/mL le mois de septembre
et le mois de février respectivement, le taux de coliformes totaux trouvés dans le lait de chamelle
par El Ziney et Elturky (2007) en jordanie qui est de 106 ufc/ml et par Benkaroum et al. (2003) au
Maroc 7 106 ufc/ml sont largement superieur à nos résultats ce qui indique que le lait de chamelle
en Algérie à une qualité sanitaire supérieure par rapport aux deux pays cités. La présence des
coliformes signale l‘absence des règle d‘hygiéne.Cette présence indique une forte contamination
fécale d'origine animale ou humaine (Benkerroum et al., 2003). La présence de coliformes dans
les produits laitiers témoigne de mauvaises conditions d‘hygiène au niveau des procédés de la
traite, et d‘un environnement insalubre. Ce problème est amplifié par les conditions climatiques,
car la chaleur et l‘humidité ambiante ne favorisent pas la conservation (Koussou et al., 2007).
La présence de Staphylococcus aureus (Fig 13) dans plusieurs échantillons a une moyenne de 280
± 13 ufc/ mL le mois de Septembre et 350 ±34 ufc/ml le mois de Février. La présence d'agents
pathogènes toxicogène pourrait causer une intoxication au consommateur et des maladies liées aux
mammites dans les troupeaux camelins (Shuiep et al., 2009). L'absence des coliformes fécaux et
les spores de Clostridium sulfito-réducteurs, indique l'absence de contamination fécale.
54
Généralement la présence de cette diversité de microflore, quelle soit fécale ou pathogène, n‘est
que le résultat logique d‘un mauvais encadrement de nos éleveurs par les vétérinaires, l‘absence
des mesures d‘hygiène, ainsi que le non-respect et la méconnaissance des conditions d‘élevage, en
particulier celles liées à la propreté des animaux et leur environnement.
Benyagoub et al. (2013) ont enquêté sur la présence des germes d‘indication de contamination
dans le lait cru de chamelle vendu dans la région de Béchar et Abadla, leurs résultats sont non
satisfaisantes à cause de la présence des germes pathogènes comme Clostridium sulfuto réducteur.
Les résultats du dénombrement des levures et des moisissures dans les échantillons de lait de
chamelle indiquent un taux de 37 ± 3,3 104 ufc /ml le mois de septembre uniquement. Ces résultats
montrent un taux légèrement élevé par El-Ziney et Al-Turki (2007) et similaires à ceux trouvés par
Benkerroum et al. (2003). En revanche Hassan et al. (2008) ont obtenu un taux de levure dans le
lait de chamelle au soudan qui est de 107 ufc/ml. Cette charge microbienne peut être influencée par
les méthodes de production de lait (Beukes et al., 2001). La présence de ces microflores est aussi
l'expression d'une forte contamination externe et des ustensiles (Bonfoh et al., 2002).
3.5 La flore lactique du lait de chamelle
A partir de 40 échantillons de lait cru de chamelle de deux races nomades provenant du sud
Algérien, nous avons isolé 80 souches dont 30 souches sont thermophiles. L‘étude macroscopique
réalisée sur milieu de culture solide nous a permis d‘observer de petites colonies blanchâtres,
transparentes, lisses, lenticulaires et régulières. L‘examen microscopique nous a permis d‘observer
des bactéries qui présentent une forme bacillaire ou sphérique, qui se colorent positivement à la
coloration de Gram, et qui sont immobiles, catalase négative et asporulées.
Les bactéries sous forme de cocci se disposent en petittes chaînettes ou en diplocoques et sont
parfois isolées.
Les analyses morphologiques, physiologiques et biochimiques ont révélé une diversité de
bactéries lactiques qui a été répartis en quatre groupes :
Lactococcus lactis subsp. lactis (36,66%), Lactococcus lactis subsp. lactis biovar. diacetylactis
(30%), Weissella cibaria sp. Nov (13,13%) et Enterococcus faecalis (20%) (Figure 14 et Tableau
12). L'identification des isolats a été réalisée conformément aux recommandations de Carr et al.
(2002), Bjorkroth et al. (2002), Khedid et al. (2009) et Dicks et Endo (2009). Les résultats sont
présentés dans le Tableau (12).
55
 Groupe 1 : 11 isolats homofermentaires, ADH positifs, acétoïne négatifs, ils ne poussent
pas à 6,5% NaCl mais croître à 4% NaCl.
 Groupe 2 : neuf isolats homofermentaires, ADH positifs, acétoine positif, croître à 4% de
NaCl.utilise l‘acide citrique
 Groupe 3 : quatre isolats hétérofermentaires, ADH positif, croître à 15°C, 37°C, 45°C et à
4% de NaCl;
 Groupe 4 : six isolats homofermentaires, ADH positifs, croître à 45 ° C, 15 ° C, pH 9,6,
ADH positif, ne fermente pas arabinose.
Les bactéries lactiques dominent la microflore totale du lait cru de chamelle sont les Lactocoques,
dans notre études, l'absence de Lactobacillus peut s'expliquer par leur faible concentration dans le
lait cru de chamelle, par leur exigence nutritionnel et le milieu de culture qui favorise d‘autre
éspèces cette observation a été déjà signalé par Saidi et al. (2005). Cependant, ces souches se
développent à 45°C. La littérature indique que les éspèces de Lc. lactis subsp. lactis et
Lactococcus lactis subsp. lactis biovar. diacetylactis ne poussent pas à cette température. Pour la
première fois en 2009 Drici et collaborateurs ont isolé à partir du lait cru de chamelle une éspèce
de Lactococcus lactis subsp. lactis biovar. diacetylactis qui se développe à 50°C à partir du lait
cru de chamelle d‘Algérie. L‘identification de cette espèce a été réalisée par des méthodes
moléculaires. Cette tolérance à une température élevée reflète sans doute une adaptation aux
conditions climatiques des zones arides algériennes.
Lc. lactis subsp. lactis
Lactococcus lactis ssp
diacetylactis
Weissella cibaria sp. nov
20%
36.66%
Enterococcus feacalis
13.13%
30%
Figure 14: Bactéries lactiques thermophiles isolées à partir du lait
cru de chamelle
56
(a)
(b)
Figure 15 : Aspect morphologiques (a) Aspet des colonies sur MRS solide et (b) culture sur
milieu MRS liquide avec un zone claire à la surface indiquant le caractére microaérophile de
nos souches.
Figure 16: Caractére morphologique cellulaire des isolats des bactéries lactiques isolés du cru de
chamelle.
57
La distribution des BL a montré une grande diversité d'espèces qui sont dominantes et souvent
décrites dans divers produits laitiers. L'abondance de certaines espèces telles que Lactococcus
lactis subsp. lactis, Lactococcus lactis subsp. lactis biovar. diacetylactis et Weissella cibaria peut
conduire à leur utilisation possible comme levain dans la fabrication des produits laitiers
camelines. En effet, un procédé pour la production d'un fromage au lait de chamelle est à l'étude
dans plusieurs laboratoires. Khedid et al. (2009) ont décrit plusieurs espèces de bactéries lactiques
isolées à partir de lait cru de dromadaire au Maroc, mais toutes les espèces prédominantes sont
thermophiles.
Le tableau 11 illustre les résultats de l‘analyse microbiologique qui ont pèrmis l‘identification
phénotypiques des isolats selon le genre et l‘espèce. Les 11 isolats du premier groupe sont
homofermentaires, ADH positifs, acétoïne négatifs, ils ne poussent pas à 6,5% NaCl mais croître
à 4% NaCl. Le profil fermentaire des sucres montre que l‘espèce la plus proche est Lactococcus
lactis subsp lactis. Le profile des sucres et l‘utilisation des citrates nous a orienté vers la sousespèce de Lactococcus lactis subsp lactis biovar diacetylactis qui sont representés par le deuxième
groupe. Les quatre isolats du Groupe 3 sont hétérofermentaires, ADH positif, croître à 15°C,
37°C, 45°C et à 4% de NaCl; et utilisent le raffinose et le tréhalose appartiennent au genre
Weissella et le profile fermentaire est très proche de l‘espèce Weissella cibaria (Drici et al., 2009 ;
Zarour et al., 201 ; Djadouni et Kihal 2012). L‘arabinose confirme l‘appartenance à l‘espèce
Enterococcus feacalis (Carr et al, 2002 ; Dicks et Endo. 2009)
Les six isolats du groupe 4 sont homofermentaires, ADH positifs, croître à 15 °C et à 45°C et elles
se developpent à un pH alcalin. Le profil fermentaire qui indique l‘incapacité de métaboliser Il y a
trois groupes d'isolats en fonction de leurs activités protéolytiques (Tab. 12 et Fig 18) : le premier
groupe contient 04 souches (1, 2, 20 et 24) qui ont une forte zone d’activité protéolytique (= 20
mm de diamètre). Le deuxième groupe contient 16 souches (Tab. 12 et Fig 18) qui ont une
activité protéolytique moyenne dont le diamètre est compris entre 10 et 18 mm, tandis que le
troisième groupe contient les quatre souches (7, 9, 14 et 15) qui ont une faible zone d‘hydrolyse
des caséines dont le diamètre de la zone d‘hydrolyse est inférieur à 10 mm.
58
Tableau 11 : Les caractéristiques morphologiques, physiologiques, et biochimiques des bactéries lactiques
thermophiles isolées du lait cru de chamelle algérien.
Cocci
Groupe
Nombre d‘isolats
Coloration de Gram
Formation des spores
Test de Catalase
CO2 à partir de
glucose
Hydrolyse de
l‘arginine
Croissance à
température (oC)
pH
NaCl (%)
Production de
Dextrane
Acétoine
Citrate
Fermentation des sucres:
Arabinose
Ribose
Xylose
Galactose
Fructose
Mannitol
Sorbitol
Cellobiose
Maltose
Lactose
Melibiose
Saccharose
Trehalose
Raffinose
Esculine
éspèces
15
37
45
6.5
9.6
4
6.5
1
9
G+
-
2
11
G+
-
3
4
G+
+
4
6
G+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
Lc. lactis
subsp.
lactis
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
Lc. lactis subsp.
diacetylactis
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
Weissella
cibaria sp. nov.
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
Enterococcus
feacalis
59
Tableau 12 : L‘activité protéolytique des bactéries lactiques sur milieu PCA au lait avec le
diamètre de la zone d‘hydrolyse
N° isolat
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
Code d’isolats
Lc101 = (8)
W1 = (36)
Lc102 = (28)
Lcd1 = (4.25)
Lcd2 = (4.17)
W2 = (2)
Lcd3 = (4.2)
Lcd4 = (16.16)
Lcd5 = (14.13)
Lcd6 = (14.2)
Lc103 = (23)
W3 = (35)
Lcd7 = (31)
Lc104 = (17)
Lc105=(16.19)
Lc106 = (34)
Lcd8 = (4.5)
Lcd9 = (14.16)
Lc107=(4.18)
Lcd10 =(5)
W4 = (10)
Lc108 = (14.1)
Lc109 = (4.19)
Lcd11 = (28)
PCA + Lait 1%
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
60
Diamètre de la zone protéolytique (mm)
20
20
10
10
10
15
9
10
8
15
16
13
18
5
7
15
12
11
17
20
10
16
18
20
c
a
b
Figure 17 : Caractères d‘intêret technologiques des isolats de bactéries lactiques (a.Test de citrate
b. Test d‘esculine c. Test d‘acétoine) du lait cru de chamelle.
Figure 18 : L‘activité protéolytique des différents isolats de bactéries lactiques presenté par une
zone d‘hydrolyse transparante autour de la colonie.
61
3.6 Effet de la température sur la cinétique de croissance et d’acidification
 La cinétique de croissance des souches lactiques à 30°C
L‘analyse de régression des courbes fournit des valeurs de taux spécifique de croissance qui varie
entre les 4 souches; Lc104 présente une valeur max de µ=0,4 h-1 avec une Do max de 1, W1
présente une valeur de μ=0.133 h-1 avec Do max de 1,287 et présente une valeur minime par
apport à Lc103 avec μ=0.411 h-1 (Fig. 19 et Tab. 13). Donc la température 30°C favorise le
développement des souches Lc103 et Lc104.
 La cinétique de croissance des souches lactiques à 45°C
L‘analyse des courbes de croissance des isolats à une température de 45°C (Fig. 20 et Tab. 13)
montre un taux de croissance qui varie de 0,16 h-1 pour la souche Lcd107 à 0,4 h-1 pour Lc104, les
isolats W1 et Lc103 présentent une vitesse spécifique de croissance de 0,27 et 0,218 h-1
respectivement. Nous constatons que la vitesse spécifique de croissance n‘est pas fixe et change
avec le changement de la température d‘incubation. Pour la souche Lcd7 la vitesse de croissance
diminue avec un pourcentage de 41,39% et 46, 9% a été observée pour la souche Lc103. En
revanche la vitesse de croissance de la souche W1 a doublé à 45°C pour atteindre 0,278h-1 .La
vitesse de croissance de la souche Lc104 reste stable et élevée 0,400 h-1.
Le taux de croissance enregistré pour les souches lactiques isolées du lait cru de chamelle
d‘Algérie montre un comportement différent selon les souches.
Les éspèces de Lactococcus lactis donnent une vitesse spécifique de croissance qui varie entre
0,37 h-1(Habimana et al., 2011), et 1 h-1 à 1,2 h-1 lorsque le milieu de culture est enrichit ( Razvi et
al., 2008). Une vitesse maximale de croissance de 0,93 h-1 pour Lactococcus cremoris a été
obtenue à pH 6,3 (Bibal et al ., 1988).
Les espèces lactiques thermophiles en particulier Lactobacillus bulgaricus donne un taux de
croissance spécifique qui varie de 0,49 à 1,03 h-1 selon la richesse du milieu de culture (Berry et
al., 1999 ; Vasiljevic et Jelen 2001).
Mercier et al., 1992 ; Wenge. et Mathews (1999) ont indiqué que la vitesse de croissance des
souches lactiques dépend du pH du milieu de culture.
Les résultats des vitesses de croissance de nos souches lactiques sont variables certaines souches
sont stimulés par une température de 45°C (W1), ce sont des thermophiles. La croissance des
souches Lc103 et Lcd7 est ralentie ce qui prouve leur caractère mésophile. La croissance de la
souche Lc104 reste inchangée dans les deux températures d‘incubation.
62
La cinétique d‘évolution du pH enregistré montre généralement que le pH diminue en fonction du
temps d‘incubation. Les vitesses maximales moyennes d‘évolution du pH des souches retenues est
de 0,26 upH/h à 30°C. L‘incubation à 45°C donne une vitesse moyenne maximale de 0,116 upH/h.
Figure 19 : Cinétique de croissance et d‘acidification sur milieu MRS des souches lactiques à
30°C
63
Figure 20: Cinétique de croissance et d‘acidification sur milieu MRS des souches lactiques à
45°C
Tableau 13: les valeurs spécifique de la cinétique de croissance à différents source de carbone
30°C
µ h-1
Do max
45°C
Vmax pH
pH f
µ h-1
Do max
Vmax pH
pH f
Lcd7
0,273
1
-0,03
4,18
0,160
0,76
-0,09
5,18
W1
0,133
1,287
-0,07
4,18
0,278
0,734
-0,08
5,6
Lc 103
0,411
1
-0,176
4,36
0,218
0,714
-0,122
5,56
Lc 104
0,400
1
-0,132
4,27
0,4
1
-0,04
5,86
64
3.7 Effet de la source de carbone cinétique de croissance et d’acidification
La cinétique de croissance et d‘acidification des bactéries lactiques thermophiles ont été étudiées
en milieu MRS liquide à différentes source de carbones (glucose, fructose, glycérol, amidon,
saccharose, et MRS sans glucose et sans extraits de viande).
La croissance bactérienne et d‘acidification est estimée par la mesure de la densité optique, et du
pH respectivement les résultats obtenus sont présentés dans la figure 21 et les figures 27, 28, 29 et
30 (annexe) et le Tableau 14.
L‘influence de differentes types de source de carbone a été testée sur la croissance de cinq isolats
retenus. Les sucres utilisés sont le glucose et le fructose qui sont des hexoses, le sacharose qui est
un diholoside, l‘amidon qui est un polysacharides et le glycérol
Nous avons remaqué que le glucose donne une vitesse de croissance la plus elevée pour les cinq
souches (0,22 à 0,38 h-1). En revanche l‘amidon donne des valeurs de vitesse de croissance les
plus faibles pour toutes les souches (0,017 à 0,14 h-1)
Le fructose et le saccharose donnent des valeurs maximales de croissance de 0,211 et 0,11 h-1
respectivement. Les valeurs de la vitesse moyenne de croissance sur milieu MRS- glycérol varient
de 0,07 h-1 pour Weissella cibaria et 0,162 pour Lactococcus lactis subsp. lactis (Lc 107).
Bibal et al. (1988) ont étudie l‘influence de la concentration du lactose sur Lactococcus cremoris
ils ont observé que la vitesse est maximale (0,9 h-1) lorsque la concentration de lactose est de 6
g/L. Ils ont aussi noté que le pH 6,3 est la valeur optimale pour la croissance de Lactococcus
cremoris.
Shepers et al. (2002) ont évalué l‘effet du pH sur la croissance de Lactobacilus helveticus qui
pousse à un pH optimal de 5,5 avec un taux de croissance de 0,7 h-1. Sur milieu MRS Levoy et
Devuyst (2001) ont enregistré une vitesse de croissance qui varie de 0,45 h-1 à 0,67 h-1 chez
Lactobacillus sakei. Lactobacillus rhamnosus donne un µ de 0,49 h-1(Berry et al., 1999).
Habinama et al. (2011) ont signalé une vitesse de croissance de 0,37 h-1 chez Lactococcus lactis,
cette valeur est très proche aux valeurs obtenue par nos souches sur milieu à base de glucose.
Razvi et al. (2008) et Fu et Muthens (1999) ont montré que la vitesse spécifique de croissance de
Lactococcus lactis et Lactobacillus plantarum sur milieu MRS est influencée par la concentration
de glucose, la concentration élévée de glucose ralentisse la croissance bacterienne (+ de 60 g/L).
Mall et al. (2010) indiquent que le taux de croissance spécifique moyen de Lactococcus. lactis
atteint 0,59 h-1, 0,58 h-1 à 4 et 6% MRS glucosé, respectivement. Les concentrations supérieures et
inférieures au bouillon MRS standard aboutissent à une croissance lente. Le pH initial du milieu
est ajusté à 6,3, mais au cours de la croissance de Lactococcus lactis, le pH des milieux de cultures
65
a radicalement changé. Le pH final du bouillon a été mesuré et atteint de 4,0, 4,3, 4,7, 5,0, 5,2 et
5,7 pour 1, 2, 4, 6, 8 et un bouillon de MRS à 10%, respectivement
Croissance D0 600 nm
2,5
Lcd6
2
1,5
1
0,5
0
0
6
sacharose
Fructose
7
12
18
24
30
36
42
48
Temps (Heure)
Amidon
Glucose
54
60
66
72
Glycerol
sans E.V et GLU
Lcd6
Evolution de pH
6,5
6
5,5
5
4,5
4
0
6
12 18 24 30 36 42 48 54 60 66 72
Temps (Heures)
sacharose
Amidon
Glycerol
Fructose
Glucose
Sans E.V et Glu
Figure 21 : Cinétique de croissance (A) et évolution de la souche Lactococcus lactis dans les
differentes sources de carbone.
66
Tableau 14: les valeurs spécifique de la cinétique de croissance à différents source de carbone
souche Lc 109
souche Lc 107
Lactococcus lactis subsp. lactis
µ h-1
Do
max
Vmax
pH
pH
µ h-1
final
Do
max
Vmax
pH
pH
Souche Lcd2
souche Lcd6
biovar. Diacetylactis
biovar. diacetylactis
µ h-1
final
Do
max
Vmax
pH
pH
µ h-1
final
souche W2
Do
max
Vmax
pH
pH
µ h-1
final
Weissella
cibaria
Do
max
Vmax
pH
pH
final
Glucose
0,38
2,192
-0,253
4,15
0,34
2,19
-0,225
4,13
0,211
2,713
-0,016
4,13
0,23
2,192
-0,25
4,15
0,223
2,105
-0,13
4,13
Fructose
0,12
1,541
-0,05
4,72
0,17
1,6
-0,068
4,86
0,211
1,54
-0,042
4,73
0,2
1,541
-0,05
4,72
0,096
1,564
-0,04
4,77
Glycérol
0,13
0,74
-0,025
5,63
0,162
0,878
-0,016
6,1
0,054
1,01
-0,046
5,33
0,125
0,74
-0,026
5,63
0,07
0,918
-0,045
5,85
Amidon
0,03
1,119
-0,006
6,15
0,14
1 ,059
-0,006
5,82
0,07
1,05
-0,014
5,87
0,017
1,119
-0,006
5,84
0,036
0,935
-0,002
5,88
sacharose
0,11
1,233
-0,023
5,17
0,045
0,552
-0,010
6,12
0,044
1,183
-0,010
5,75
0,11
1,233
-0,02
5,17
0,033
1,143
-0,025
5,89
Sans E.V
0 ,19
2,163
-0,4
4,49
0,198
2,14
-0,340
4,57
0,054
2,17
-0,141
4,59
0,21
2,163
-0,4
4,49
0,191
2,105
-0,059
4,53
Sans E.V et
Glu
0,10
0,628
-0,028
4,49
0,12
0,504
-0,032
6,45
0,072
0,658
-0,0191
6,17
0,11
0,486
-0,016
6,23
0,098
0,498
-0,023
5,85
67
3.8 Activité antimicrobienne des isolats
Un total de 30 souches lactiques ont été retenues pour réaliser l'activité antagoniste contre
Listeria.innocua ATCC 33090, Listeria ivannovi ATCC 19119, Staphylococcus aureus ATCC
43300, Pseudomonas aerogenosa ATCC 27853 et Echerechia coli ATCC 25922 par la méthode
de confrontation en touches. Parmi, les souches testées 25 souches ont produit une zone
d'inhibition contre les souches pathogènes. Dans cette étape, l'effet inhibiteur possible peut être dû
soit aux acides organiques, le peroxyde d'hydrogène ou à une autre substance produite par la
souche lactique. Le test préliminaire sur milieu solide a permis la sélection des souches
potentiellement productrices de substances inhibitrices. La détermination de la nature de la
substance inhibitrice doit passer par plusieurs étapes. Les cultures doivent être effectués en milieu
liquide et les surnageant acellulaires des 25 souches sont recueillis. Afin d‘éliminer l‘effet du
peroxyde d‘hydrogène de l‘acide lactique, les surnageant sont traités avec la catalase, et neutralisé.
L‘activité est testée par la méthode de diffusion en puits sur milieu solide. La présence de la zone
d‘inhibition après traitement nous oriente vers une autre voie pour déterminer la nature de l‘agent
inhibiteur. Une proportion de 24% des souches ont produit des zones d‘inhibition après traitement.
Les six isolats produisant des zones d‘inhibition sont les suivants : Lc 109, Lc 107, Lcd2, Lcd6,
W4 et W2. Ces souches lactiques isolées à partir du lait de dromadaire ont révélés une forte
activité inhibitrice contre Listeria innocua ATCC 33090 et Staphylococcus aureus ATCC 43300,
donc nous constatons que le spectre d‘activité antibactérien est orienté vers les bactéries gram
positif.
3.8.1 Caractérisation des composés antimicrobiens
Les six isolats de bactéries lactiques sélectionnés, présentent des activités antagonistes très
importantes contre Listeria.innocua ATCC 33090 et Staphylococcus aureus ATCC 43300, ont été
caractérisés pour leurs composés antimicrobiens. Afin de révéler les inhibitions qui sont dues au
pH et à la production de peroxyde d‘hydrogène (H2O2). Nous avons testé l‘activité antibactérienne
des six souches inhibitrices par la méthode de Fleming et al. (1975) en milieu tamponné
additionné de catalase à la concentration finale de 1 mg/ml. Cette enzyme est capable d‘inhiber
l‘activité du peroxyde d‘hydrogène éventuellement produit par les souches testées. Les résultats
obtenus par ce test sont présentés dans la (Fig. 24)
68
Tous les isolats présentent des zones d'inhibition pour l'échantillon 1 (surnageant de culture). Ils
ont également affichées des zones d‘inhibitions presque similaires ou inférieures à l'échantillon 2
(surnageant neutralisé avec l'addition de NaOH et de la catalase).
Ce traitement signifie que les inhibitions observées ne sont pas dues à la production de peroxyde
d‘hydrogène et du pH.
Il a déjà été démontré par plusieurs auteurs que l‘inhibition par le peroxyde d‘hydrogène est
souvent moins fréquente chez les bactéries lactiques (Labioui et al., 2005 ;Gong et al.,2010)
En effet, la production de peroxyde d‘hydrogène par les bactéries lactiques est rare et se fait le
plus souvent en faible concentration pour ne pas provoquer l‘auto-inhibition de la souche
productrice, et cela dans des conditions particulières en présence d‘oxygène (Juillard et al., 1987).
3.8.2 Nature de la substance antimicrobienne
Les effets des enzymes protéolytiques sur l'agent inhibiteur ont été étudiés (Fig.24). Les composés
antimicrobiens des souches (Lc109, Lc107, Lcd2, Lcd6, W4 et W2) ont été complètement
inactivés avec Listeria innocua. Par contre les souches (Lcd6 et Lc109) ont une inhibition totale
vis-a-vis de Staphylococcus aureus ATCC 43300, l‘activité exprimée par ces souches est sensible
aux enzymes protéolytiques, indiquant que les composés actifs sont de nature protéique qui ont
une caractéristique générale des bactériocines. En revanche les souches Lcd2, Lc107, W4 et W2
après l‘utilisation des enzymes protéolytiques provoque une diminution de l‘activité
antimicrobienne. Le chauffage pendant 30 minutes à 100 °C et 15 min à 121 °C (autoclavage) n'a
pas affecté l'activité antimicrobienne puisque l'activité résiduelle a été détectée par l‘AWDA (Fig
29). Les résultats suggèrent que nos souches produisent des composés thermostables.
Benhamouche et al (2012) ont isolé une souche de Lactococcus lactis (8b) à partir de lait cru de
chèvre qui a un effet anti-Listeria et qui inhibe aussi Staphylococcus aureus avec un diamètre
d‘inhibition de 15 mm. L'action des enzymes protéolytiques, la trypsine, la chymotrypsine
montrent que la substance antimicrobienne sécrété est de nature protéique
Rodriguez et al. (2000) ont caractérisé des substances antimicrobiennes isolées a partir du lait cru
produite par des lactocoques et des entérocoques ces substances antimicrobiennes ont un effet
contre les micro-organismes d'altération. Benkerroum et al. (2004) ont démontré que le lait de
chamelle a un effet bactériostatique sur les germes pathogènes Listeria monocytogenes et
Echerichia.coli
69
Lü et al. (2014) ont purifié et caractérisé une nouvelle bactériocine produite par Lactobacillus.
casei isolée à partir de lait de chamelle, qui a été désigné comme caseicin TN-2 et ils ont constaté
que caseicin TN-2 pourrait inhiber à la fois les souches pathogènes d'origine alimentaire, y
compris même des souches résistantes aux antibiotiques Gram positif et Gram-négatif. En outre,
caseicin TN-2 a montré une bonne stabilité à la chaleur et aux différents pH et elle est sensible aux
enzymes protéolytiques.L'activité antimicrobienne des bactéries lactiques isolées à partir du lait
cru de chamelle du Maroc montre une modification de cette activité après traitement avec la
trypsine, Chymotrypsine, pepsine ou la papaïne qui confirme la nature protéique de cette
inhibition.Cette substance Elle est stable à la chaleur, même à la température d'autoclavage (121
°C pendant 15 min) et également actif sur une large gamme de pH (2 à 10) ( Khay et al., 2011) les
résultats obtenue sont sémilaire à ceux de notre travaille. Khay et al. (2013) ont isolé une bactérie
Enterococcus durans E204 à partir du lait cru de chamelle et cette souche à un rôle de préservation
par l'inhibition des germes d'altération et les germes pathogènes d'origine alimentaire dans le JBen
de la chèvre. Cette souche produit une substance inhibitrice de type bactériocine-like. La souche
E. durans E 204 a un effet contre Listeria monocytogenes CECT 4032.
La stabilité de l'activité antimicrobienne, à différentes valeurs de pH, tous les échantillons
conserve l‘activité antimicrobienne complète contre Listeria. innocua ATCC 33090 et
Staphylococcus. aureus ATCC 43300, dans la gamme de pH (2 à 6) et au pH (7 à 10) la substance
antimicrobienne perdre son activité. L‘inhibition des germes pathogènes à gram positif tel que
Listeria innocua et Staphylococcus aureus ouvre une voie de recherche sur l‘étude des composés
responsables de cette inhibition et de tracer des axes de recherches pour détérminer les differents
effets de ces composés du metabolismes microbien et sur les cellules eucaryotes. La determination
de l‘action spécifique des composés est indispensable. Le mécanisme d‘action des composés
inhibiteur doit être précisé pour prevenir les effets secondaires sur les consomateurs. Après ces
précisions, ces composés antimicrobiens peuvent être utilisés dans la bioconservation des
aliments.
70
1
2
3
Figure 22 : Activité antimicrobienne (1. Listeria innocua 2. Pseudomonas aerogenosa 3
Staphylococcus aureus)
Figure 23 : Activité antimicrobienne par la méthode des puits
71
Figure 24: La nature de la substance antimicrobienne
3.9 Optimisation de l’activité antimicrobienne
3.9.1 L'activité antimicrobienne à différentes températures
La température d‘incubation influe sur le métabolisme de Lactococcus lactis subsp. lactis biovar.
diacetylactis Lc 107 et Lcd2 qui ont montré une production maximale de composés
antimicrobienne lorsqu'elles sont cultivées à 37°C (Tab. 15). Une zone d'inhibition similaire
produite a une température 30°C et 37°C pour les souches Lc 105 et Lcd3, par contre à 45°C les
substances antimicrobienne sont inactives dans cette températures d‘incubation pour toutes les
souches testées.
Tableau 15: L‘activité antimicrobienne à différents température des bactéries lactiques avec
Listeria innocua
Temperatures
Souches
Lc109
Lc 107
Lcd2
Lcd3
W4
W2
6
10
0
6
4
0
Zone d’ inhibition (mm)
30°C
37°C
45°C
18
18
0
12
18
0
7
10
0
10
11
0
72
3.9.2 L'activité antimicrobienne à différents pH
Toutes les souches montrent une forte activité antimicrobienne à pH 5, 6 et 7 et une diminution de
l‘activité à des pH 2, 3 et 4. La meilleure zone d'inhibition a été observée à pH 6, et même pour le
pH 7 chez la souche Lc109.
3.9.3 L'activité antimicrobienne sur MRS modifié
Tous les isolats ont la capacité de se développer sur MRS sans extrait de viande et quand le
glucose a été remplacé par le saccharose (Fig. 25 ,26), amidon, fructose, et glycérol. La meilleure
inhibition a été obtenue lorsque le glucose est remplacé par le fructose. Aucune inhibition n'a été
observée par tous les isolats lorsque le glucose a été remplacé par l‘amidon et le saccharose, car la
plupart de ces bactéries ne le fermentent pas. Aucune inhibition n'a été observée sur le milieu
MRS sans glucose et sans extrait de viande. Generalement l'activité antimicrobienne produite
varie en fonction de la source de carbone. L‘agent inhibiteur devient détectable par la méthode de
diffusion seulement après 4 heures d'incubation. Ce temps d‘attente pour le déclenchement de la
synthèse de la bactériocine peut avoir comme explication. La présence d‘un système de perception
chez la bactérie productrice va déclencher l‘expression des gènes codants la protéine de sonde et le
régulateur de réponse (Nes et Eijsink, 1999; Miller et Bassler, 2001). Cette induction provoque un
signal qui va déclencher le début de la biosynthèse de la bactériocine (Chandrapati et O´Sullivan,
1999). Après 10 h d'incubation 85% de la quantité totale de la bactériocine est produite. Les 15%
restants sont produits durant la phase stationnaire de croissance. La majorité de la bactériocine est
produite durant la phase exponentielle.
Les bactéries lactiques du genre Lactococcus se développent rapidement sur milieu contenant du
glucose. Les polysaccharides telle que l‘amidon ne favorise pas leur croissance par rapport aux
diholosides et au glycérol. Nous avons remarqué que le glucose est le sucre qui stimule la
production des composés antimicrobienne vis-à-vis Listeria innocua ATCC 33090 chez la
majorité des isolats testés.
73
Activité antimicrobienne (mm)
Souche 4.19
20
18
16
14
12
10
8
6
4
2
0
Sacharose
Amidon
Glycérol
Fructose
MRS /E.V et GLU
24
48
72
Temps (Heures)
MRS GLU
MRS/E.V
Activité antimicrobienne (mm)
Souche 14.2
20
18
16
14
12
10
8
6
4
2
0
Sacharose
Amidon
Glycérol
Fructose
MRS/E.V et GLU
MRS GLU
24
48
72
MRS /E.V
Temps (Heure)
Figure 25: Les résultats des interactions à différents sources de carbones (Listeria innocua)
ATCC 33090
74
Figure 26: Activité antimicrobienne a différentes sources de carbone vis-à-vis Listeria innocua
ATCC 33090
.
75
Conclusion générale
Lait frais de dromadaire et leurs produits sont une bonne source nutritionnelle pour les habitants
vivant dans les zones arides et urbaines. En Algerie, la production de lait de chamelle augmente
progressivement en raison d'un intérêt accru par les consommateurs au cours des dernières années.
Le lait de chamelle diffère légèrement dans certains aspects du lait d'autres espèces animales,
telles que le lait de vache. Variations observées dans la composition du lait de chamelle ont été
attribués à plusieurs facteurs, tels que les différentes procédures d'analyse, les lieux
géographiques, les variations saisonnières, les conditions d'alimentation et l'élevage des
chameaux. Divers derivés du lait ont été produit à partir de lait de chamelle. En revanche des
difficultés ont été signalées dans la production de fromage. Le lait de chamelle fermenté fournit
les prestations de santé pour le consommateur en fonction des substances bioactives dans le lait.
Des recherches plus approfondies sont nécessaires pour confirmer ces avantages pour un objectif
thérapeutique. Des études doivent être réalisées pour étudier la membrane des globules gras, et la
composition et la structure de la protéine (Nanobodies). D'autres travaux sont également
nécessaires sur les protéines du lait de chamelle visant la coagulation enzymatique par la
chymosine pour résoudre les problèmes liés à la fabrication du fromage.
La présente étude a pour objectif d‘évalué les caractéristiques physico-chimique et
électrophorétique du lait cru de chamelle collectée à partir de la région d‘ouest Algérien,
l‘isolement des bactéries lactiques thermophiles, l‘évaluation de cinétique de croissance des
bactéries lactiques à différent température d‘incubation (30°C et 45°C) et à différente source de
carbonne, et enfin l‘utilisation de ces bactéries dans la biopréservation
L‘isolement des protéines et leur caractérisation par électrophorèse sur gel de polyacrylamide
(SDS-PAGE) a permi de montrer que les profils obtenus sont très proches entre eux, malgré
l‘origine varié des échantillons (zones géographiques, populations de dromadaires, périodes de
l‘année).Nous pouvons conclure que le lait de chamelle présente des homologues aux protéines
majeures du lait bovin, excepté pour la β-Lactoglobuline qui est absente des profils
Les protéines de lactosérum du lait de chamelle telle que la sérum-albumine et une α-lactalbumine
semblent posséder des poids moléculaires similaires à des protéines de lactosérum bovin
respectifs. Le lactosérum du lait de chamelle montre une carence en β-lactoglobuline et se
compose d'une grande quantité de sérum-albumine, par rapport au lactosérum bovin. Les
principales composantes de protéines de lactosérum dans le lait de chamelle et le colostrum sont
similaires à ceux des bovins, à l'exception de l'absence de β-lactoglobuline. L'albumine sérique est
la principale protéine de lactosérum dans le lait de chamelle. Le lait de chamelle pourrait être une
76
nouvelle source de protéines pour les enfants allergiques au lait bovin. Il est susceptible de causer
des petites réactions d'hypersensibilité, car la teneur en protéines du lait de chamelle sont
similaires à celle trouvée dans le lait maternel.
L‘indice de difference calculé à partir des bandes de protéines indique clairement que le lait de
chamelle diffère du lait caprin et ovin.
La présente étude a montré que la flore microbienne du lait de chamelle d‘Algérie comprend une
diversité de bactéries lactiques. Les bactéries lactiques isolées en condition thèrmophile sont
représentées par Lactococcus, Weissella et Enterococcus.
Le lait de chamelle a été signalé à avoir un effet antimicrobien contre les bactéries à Gram positif
et Gram négatif, y compris Escherichia coli, Listeria monocytogenes, Staphylococcus aureus et
Salmonella typhimurium. Cette activité inhibitrice a été attribuée à la présence de substances
antimicrobiennes dans le lait de chamelle, y compris le lysozyme, le peroxyde d'hydrogène, la
lactoferrine, la lactoperoxydase, et les immunoglobulines. L'action inhibitrice de lait de chamelle
contre L. monocytogenes, S. aureus et E. coli peut être attribuée à la présence de la
lactoperoxydase, le peroxyde d'hydrogène et du lysozyme, respectivement. La croissance de
Salmonella typhimurium a été inhibée par la lactoferrine dans le lait de chamelle par chelation du
fer et de le rendre indisponible pour sa croissance bactérienne.
L‘analyse physico-chimique a montré que le lait cru de chamelle a une composition très similaire
à celle du lait bovin mais cette composition varie selon la période de lactation et la saison, en
particulier la teneur en matière grasse et la matière sèche qui est très élevé en saison hivernale que
la saison estivale.
L‘étude de souches bactériennes isolées du lait cru de chamelle a révélé des nouvelles
caractéristiques physiologique, biochimique pour l‘espèce Lactococcus lactis .Toutes ces
caractéristiques font de ces souches bactériennes des ferments intéressants pour une utilisation en
technologie laitière et dans les applications biotechnologiques en Algérie.
La cinétique de croissance et d‘acidification des souches lactiques étudiées révèle une meilleurs
vitesse de croissance à une température de 30°C en revanche la souche (W1) à une meilleure
vitesse de croissance à 45°C mais la souche (Lcd8) leur vitesse de croissance est stable à 45°C et
30°C.
L‘evaluation de la cinétique de croissance et d‘acidification à différente source de carbone montre
que la vitesse de croissance est meilleure sur milieu MRS glucosé pour tous les isolats.
Les substances antimicrobienne produites par les six souches lactiques est isolées à partir de lait
de chamelle dans cette étude sont themostable, garde leurs effet à une large gamme de pH et un
77
large spectre d'inhibition. Ces caractéristiques offrent une protection utile contre une éventuelle
contamination de lait avec des micro-organismes pathogènes ou de décomposition. Ces composés
antimicrobiens peuvent être utilisés dans les aliments, car elles sont stables à des pH et
températures choisies sur la base de leurs niveaux habituels dans les aliments et les opérations de
traitement. Nos souches Lactococcus lactis subsp. lactis, Lactococcus lactis subsp. lactis biovar
diacetylactis et Weissella cibaria se developpent mieux sur milieu contenant des sucres simples
telle que le glucose. Les autres types de sucres ralentissent la croissance. Le glucose a stimulé la
croissance des isolats et la production des subsatnces antimicrobiennes vis-à-vis de Listeria
innocua.
La composition du lait de chamelle d‘Algérie que nous avons étudié possède tous les caractères
spécifiques qui contient plusieurs protéines avec une qualité physicochimique convenable et une
qualité sanitaire satisfaisante. Les bactéries lactiques thermophiles isolées ont montré une
difference de croissance dans deux temperatures differentes (30 et 45°C). Les résultats nous
montrent que la vitésse de croissance de certaines souches sont stimulées à 45°C ce qui prouve
leur thermophilie. En revanche d‘autres souches sont stables ou bien leur croissance est ralentit ce
qui laisse ponser que ces souches sont termotolerantes.
78
Références bibliographiques
Références Bibliographiques
5 Références Bibliographiques
Abdelhadi O.M.A., Babiker S.A., Hocquette J.F., Picard B. Durand D. et Faye B.
2013. Effect of ageing on meat quality of the one humped camel (Camelus dromedarius), Emir. J.
Food Agric., 25 (2), 150-158.
Abdelhadi O.M.A., Babiker S.A., Picard B., Juriec C., Jailler R. et Hocquette J.F.
2012. Effect of season on contractile and metabolic properties of desert camel muscle (Camelus
dromedarius), Meat Sci. (90): 139-144.
Abdel-Rahim A.G. 1987. The chemical composition and nutritional value of camel
(Camelus dromedarius) and goat (Capra hircus) milk. World Rev. Anim. Prod.
Abidi K. 2001. Contribution à la connaissance du lait camelin : étude de l‘évolution de la
microflore du lait entreposé à la température ambiante et à 4 °C‘ ; Mémoire de fin d‘étude en vue
de l‘obtention du diplôme d‘Ingénieur d‘Etat en Agronomie Saharienne, Université de Ouargla.
Abu-Tarboush H. M. 1996. Comparision of growth and proteolytic activity of yogourt
starters in whole milk from camels and cows. J. Dairy Sci., 79, 366-371.
Agarwal R.P., Swami S.C., Kothari D.K., Sahani M.S., Tuteja F.C. et Ghouri
S.K. 2002. Camel milkasan alternative therapyin Type 1 Diabetes: A randomized controlled
trial. Endocrinology/Metabolism: Diabetes mellitus, 28.
Aggad H., F. Mahouz., Y. Ammar. et M. Kihal. 2009. Evaluation de la qualité
hygiénique du lait dans l‘ouest algérien, Rev Méd. Vét. 160 (12): 590-595
Agro-statistics Database. Rome. 2008. F and Agri Organization of the United Nations.
Aichouni A., Belhadia M., Kebir N. et Aggad H. 2013. Season influence on serum
organic parameters of dromedarius (Camelus dromaderius) in Algeria Bioch and Biotech Res
1(1): 8-12.
Al Haj O., Hamad A. et Al Kanhal A. 2010. Compositional, technological and nutritional
aspects of dromedary camel milk A review.
Ali M. S. Gorban et Omar Izzeldin M. 2001. Fatty acids and lipids of camel milk and
colostrum Inter J of F Sci and Nutr. 52, 283–287
Alloui-lombarkia O., Ghennam E-H., Bacha A. et Abededdaim M. 2007.
Caractéristiques physico-chimiques et biochimiques du lait de chamelle et séparation de ses
protéines par électrophorèse sur gel de polyacrylamide. Renc. Rech. Ruminants, 14
Ammor S., Tauveron G., Dufour E. et Chevallier I. 2006. Antibacterial activity of lactic
acid bacteria against spoilage and pathogenic bacteria isolated from the same meat small-scale
facility.
F
Contr.
17 :
79
454–461
.
Arqués J L., Rodrígue E., Nuñez M. et Medina M. 2011. Combined effect of reuterin
and lactic acid bacteria bacteriocins on the inactivation of food-borne pathogens in milk. F Contr.
22 : 457- 461.
Ashiq M. 1993. Characterization of camel milk β-casein. Ph.D. Thesis, University of
Karachi, Pakistan.
Atlan D. 1996. Les connaissances acquises chez les lactocoques sont-elles transposables
aux autres bactéries lactiques ?. Lait. 76 : 129-137.
Avril D. et .Denis M. 1992. Biopreservation by lactic acid bacteria. Antonie
leeuwenhoeh.j.70: 331-345.
Badaoui Dj. 2000. Contribution à la connaissance du lait de chamelle : Essai de
caractérisation des protéines par Electrophorèse sur Gel de Poly-Acrylamide (PAGE).
Badis A., Laouabdia S.N., Guetarni D., Kihal M. et Ouzrout R. 2005. Caracterisation
phenotypique des bacteries lactiques isolees a partir de lait cru de chevre de deux populations
caprines locales "arabia et kabyle".Sci & Tech. 23 : 30-37.
Badis A., Guetarni D., Moussa-Boudjema B., Henni J.E. et Kihal M. 2004.
Identification and technological properties of lactic acid bacteria isolated from raw goat‘s milk of
four Algerian races, F Microbiol. (21): 579-588.
Benaissa M. 1989. Le dromadaire en Algérie. Options Méditerranéennes - Série
Séminaires. 2: 19-28.
Benhamouche N., Talhi M. et Kihal M. 2012. Selection of lactic acid bacteria producing
antimicrobial strain such the genus lactococcus isolated from Algerian raw goat‘s milk. Inter J of
Nut and F Scie . 1(1) : 23-32.
Benkerroum N., Boughdadi A., Bennani N. et Hidane K. 2003. Microbiological quality
assessment of Moroccan camel‘s milk and identification of predominating lactic acid bacteria,
World J. of Microbiol. Biotech. (19): 645-648.
Benkerroum N., Mekkaoui M., Bennani N. et Hidane K. 2004. Antimicrobial activity of
camel‘s milk against pathogenic strains of Escherichia coli and Listeria monocytogenes.Inter Jof
Dairy Techn .57 :39-43.
Benmechernene Z., Fernandez-No I., Kihal M., Böhme K. Calo-Mata P. et BarrosVelazquez J. 2013. Recent Patents on Bacteriocins: Food and Biomedical Applications. Recent
Patents on DNA & Gene Sequences. 7: 66-73.
80
Benyagoub E., Ayat M., Dahan T. et Smahi K. 2013. Level of control of the hygienic
quality of camel milk (Camelus dromedarius) in south west Algeria and its impact on security.
Peak J of F Sci and Tech 1:4.53-60.
Berry A.R., Franco M.M., Zhang W. et Middelberg A.P.1999. Growth and lactic acid
production in batch culture of lactobacillus rhamnosus in a defined medium.Biotech Letters
21:163-167.
Bibal B., Goma G., Vayssier Y. et Pareilleux A. 1988. Influence of pH, lactose and lactic
acid on the growth of Streptococcus cremoris: a kinetic study. Appl Microbiol Biotechnol 28:340344
Bjorkroth J.K., Schillinger U., Geisen R., Weiss N., Hoste B. et Holzapfel W.H. 2002.
Taxonomic study of Weissella confuse and description of Weissella cibaria sp. nov. Detected in
food and clinical samples, Inter. J. Syst. Evol. Microbiol. (52): 141-148.
Bonfoh B., Fané A., Traoré N. A., Coulibaly Z., Simbé C. F., Alfaroukh O. I., Nicolet
J., Farah Z. et Zinsstag J. 2002. Qualité microbiologique du lait et des produits laitiers vendus
en saison chaude dans le district de bamako au mali. BIOTERRE, Rev. Inter. Sci. de la Vie et de la
Terre.242-250.
Bornaz S., Sahli A., Attalah A. et Attia H. 2009. Physicochemical characteristics and
renneting properties of camels milk: A comparison with goats, ewes and cows milks, Inter. J.
Dairy Technol. 62 (4): 505-513.
Boumehira A.Z., Mami A., Hamedi A.R., Henni. J.E. et Kihal M. 2011. Identification
and Characterization of Functional and Technological Lactobacillus plantarum Strains Isolated
from Raw Goat and Camel Milk Collected in Algeria. J. Pure Appl. Microbiol. 5 (2) : 553-566.
Bradford M.M., 1976. A rapid and sensitive method for the quantification of microgram
quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding, Anal. Biochem. (72): 248.
Buffoni J.N., Bonizz I., Pauciullo A., Ramunno L. et Feligini M. (2011).
Characterization of the major whey proteins from milk of Mediterranean water buffalo (Bubalus
bubalis). Food Chem. 127: 1515–1520.
Carr F.J., Chill D. et Maida N. 2002.The Lactic Acid Bacteria: A Liter Survey. Crit Rev
in Microb, 28(4):281–370
Chaoui-Kherouatou N. et Attia H. 2008. Etude comparative des caséines camelines(
Camelus dromaderus) et Bov.Sci & Tech 28 :73-79
Cintas L.M., Casaus M.P., Herranz C., Nes I.F. et Hernández P.E . 2001. Review:
Bacteriocins
of
Lactic
Acid
Bacteria.
81
F
Sci
Tech
Int;
7
(4):281–305.
Claudia S. 2002. Le grand livre des animaux de Buffon., Le Dromadaire. La renaissance
du livre. La renaissance du livre, 219 P.
Daeschel M.A. 1989. Antibacterial substances from lactic acid bacteria for use as food
preservatives Food Technol. 43: 164-167.
De Man J., Rogosa., M. et Sharpe M.E. 1960. A medium for the cultivation of
Lactobacilli. J. Appl. Bacteriol. 23: 130-135.
Dell’Orto V., Cattaneo D., Beretta E., Baldi A. et Savoini G. 2001. Effects of trace
element supplementation on milk yield and composition in camels, Inter. Dairy J. 10 873-879.
Dellaglio F., De Roissart H., Torriani S., Curk M. C. et Janssens D. (1994).
Caractéristiques générales des bactéries lactiques. In Bactéries Lactiques, pp. 25-116. Edited by
H. de Roissart & F. M. Luquet. Paris: Lavoisier.
Devriese, L.A., Pot B. et Collins M.D. 1993. Phenotypic identification of the genus
Enterococcus and differentiation of phylogenetically distinct enterococcal species and species
group. J of App Bacter. 75: 399–408.
Dicks L.M.T., Endo A. 2009. Taxonomic status of lactic acid bacteria in wine and key
characteristics to differentiate species, S. Afr. J. Enol. Vitic. 30 (1): 72-90.
Djadouni F. et Kihal M. 2012. Antimicrobial Activity of Lactic Acid Bacteria and the
Spectrum of their Biopeptides Against Spoiling Germs in Foods. Braz. Arch. Biol. Technol. 55
(3): 435 – 443
Domínguez-Manzano J. et Jiménez-Díaz. R. 2013. Suppression of bacteriocin
production in mixed-species cultures of lactic acid bacteria, Food Control 30 : 474-479.
Dorman AE. 1986. Aspects of the husbandry and management of the genus Camelas. In:
Higins A J (ed.) the camel in health and disease: 3-20. Bailier Tindal, London.
Dortu C. 2008. Isolement d‘une bactérie lactique produisant de la sakacin G et utilisation
sur des matrices alimentaires. These de doctorat en Sciences Agronomiques et Ingénierie
Biologique. Universite de Gembloux, Belgique. 131 p.
Dortu C. et Thonart P. 2009. Les bactériocines des bactéries lactiques : caractéristiques et
intérêts pour la bioconservation des produits alimentaires. Biotechnol. Agron. Soc. Environ.13(1),
143-154.
Doumandji A., Hellal A. et Saidi N. 2010. Purification de la bacteriocine a partir de
lactobacillus acidophilus 11. rev. microbiol. ind. san et environn. 4 (2): 25-47
Drici H., Gilbert C., Kihal M. et Atlan D. 2009. Atypical citrate-fermenting Lactococcus
lactis strains isolated from domedary‘s milk. J of App Microb ISSN 1364-5072.
82
El ouardy K., Idaomar M., Lorenzo M C., Fajardo Bernárdez P., Skali N. S. et Abrini
J. 2011. Antimicrobial activities of the bacteriocin-like substances produced by lactic acid bacteria
isolated from Moroccan dromedary milk, Afri J of Biotech .10(51):10447-10455.
Elhaj E. A., FreigouN. B., Somaya et. MOHAMED T.T.2014 Aerobic Bacteria and
Fungi Associated with Raw camel‘s milk Online J of Anim and Feed Res. 4: 15-17.
El-Agamy E. I. 2000. Effect of heat treatment on camel milk proteins with respect to
antimicrobial factors: a comparison with cows‘ and buffalo milk proteins. F Chem, 68, 227e232.
El-Agamy E.I. 2006. Camel milk proteins are suitable for the nutrition of cow‘s milk
protein allergic patients, J. Food Chem.
El-Agamy E.I., Abou-Shlou Z.I. et Abdel-Kader Y.I. 1998. Gel electrophoresis of
proteins, physicochemical characterization and vitamin C content of milk of different species.
Alex J of Agri Res 43 (2), 57–70.
El-Agamy E.I., Abou-Shloue Z.I. et Abdel-Kader Y.I. 1997. A comparative study of
milk proteins from different species, II. Electrophoretic patterns, molecular characterization,
amino acid composition and immunological relationships, in: Third Alexandria Conference on
Food Science and Technology, Alexandria, Egypt, Mar. pp. 1-3
El-Agamy E.I., Elsayed I., Mohsen N., Sherif M., Shamsiab A. et Sameh A. 2009. Are
camel milk proteins convenient to the nutrition of cow milk allergic children?, Small Rum Res.
(82): 1-6.
Elagamy E.I., Ruppanner R., Ismail A., Champagne C.P. et Assaf R. 1992.
Antibacterial and antiviral activity of camel milk protective proteins. J. Dairy Res. 59, 169–
175.
El-Agamy E.I., Ruppanner R., Ismail, A., Champagne C.P. et Assaf R. 1996.
Purification
and
characterization
of
lactoferrin,
lactoperoxidase,
lysozyme
and
immunoglobulins from camel‘s milk. Inter Dairy J 6, 129–145.;
El-Hatmi H., Girardet J.M., Gaillard J.L., Yahyaoui M.H. et Attia H. 2007.
Characterisation of whey proteins of camel (Camelus dromedarius) milk and colostrum.
Small Rum Res. 70 : 267–271
El-Ziney et Al-Turki 2007. microbiological quality and safety assessment of camel
milk (CAMELUS DROMEDARIES) in Saudi Arabia (QASSIM REGION) ApplEcol and
Envir Res 5(2): 115-122.
Ereifej KI., Alu’datt H., AlKhalidy HA., Alli I. et Rababah T. 2011. Comparison
and characterisation of fat and protein composition for camel milk from eight Jordanian
83
locations. F Chem 127 282–289
Farah Z. 1986. Effect of heat treatment on whey proteins of camel milk.
Milchwissenschaft. 41: 763-765.
Farah Z. 1993. Composition and Characteristics of Camel Milk; review.J. DairyRes.,
60, p 603-626.
Farah Z. 1996. Camel milk properties and products. St. Gallen, Switzerland: SKAT, Swiss
Centre for Developments Cooperation in Technology and Management.
Farah Z. 2011. Camel Milk, in Encyclopedia of Dairy Sciences, (2nd ed.) Editor-inChief., pp. 512-517.
Farah Z. et Atkins D. 1992. Heat coagulation of camel milk. Journal of Dairy Research.
59: 229-231.
Farah Z. et Farah-Riesen M. 1985. Separation and characterization of major components
of camel milk casein. Milchwissenschaft. 40: 669-671.
Farah Z. et Rüegg M. W. 1989. The size distribution of casein micelles in camel milk. F
Microstru. 8: 211e216.
Farah Z., Rettenmaier R. et Atkins D. 1992. Vitamin content in camel milk. Internet J of
Vit and Nutr Res. (62): 30-33.
Farber J. M. 1991. Microbiological aspects of modified-atmosphere packaging
technology—a review. J of F Prote. 54: 58–70.
Faye B. 1997. Guide de l‘élevage du dromadaire (CIRAD-EMVT) Montpellier – FRANC
1 ere Edition SANOFI p 9, 78, 79.
Faye B., Grech S. et Korchani T. 2004. Le dromadaire, entre fértilisation et
intensification. Anthropozoologica 39 (2) : 7-14.
Faye B., Jouany J.P., Chacornac J.P. et Ratovonanahary M. 1995. L‘élevage des
grands camélidés. analyse des initiatives réalisées en france.inra prod. anim.8 (1) :3-17.
Faye B., Konuspayeva G., Narmuratova M. et Loiseau.G. 2008. Comparative fatty acid
gross composition of milk in Bactrian camel, and dromedary J of Camelid Sci:48-53.
Field C.R. 1979. Ecology and mangement of camels sheep and goats in northen Kenya.
Cité par YAGIL In the camels and camel milk. F.A.O. Rome 69p.
Florou-Paneri P., Christaki E. et Bonos E. 2013. Lactic Acid Bacteria as Source of
Functional Ingredients Lactic Acid Bacteria – R & D for Food, Health and Livestock Purposes p
590
84
Françoise L. 2010. Occurrence and role of lactic acid bacteria in seafood products. F
Microb 27 : 698-709.
Garneau S., Martin N.I. et Vederas J.C. 2002. Two-peptide bacteriocins produced by
lactic acid bacteria. Biochimie 84 : 577–592
Garvie E.I. 1984. Taxonomy and Identification of Bacteria Important in Cheese and
Fermented Dairy Products., in Advances in The Microbiology and Biochemistry of Cheese and
Fermented
Milk,
edited
by
F.
L.
Davies
and
B.
A.
Law
(Elsevier
Applied
sciencePublishersLTD.England,) pp.35-67.
Ghazi F., Henni D.E., Benmechernene Z. et Kihal M. 2009. Phenotypic and Whole Cell
Protein Analysis by SDS-PAGE for Identification of Dominants Lactic Acid Bacteria Isolated
from Algerian Raw Milk. Wor J of Dai & F Sci. 4 (1): 78-87.
Gilliland 1985. concentrated starter culture :in : Bacterial strarter culture for food ,
Ed.Gilliland SE, CRC press, inc.Boca Ratan USA.pp:145-157.
Gong H. S., Meng X. C. et Wang H. 2010. Plantaricin MG active against Gram-negative
bacteria produced by Lactobacillus plantarum KLDS1.0391 isolated from ―.Jiaoke.‖, a traditional
fermented cream from China. F Cont. 2: 89.96.
Gorban A. M. S. et Izzeldin O. M. 2001. Fatty acids and lipids of camel milk and
colostrum. Inter J of F Sc and Nutr. 52: 283-287.
Gorban A.M.S. et Izzeldin O.M. 1997. Mineral content of camel milk and colostrum. J.
Dairy Techn.
Guessas B. et Kihal M. 2004. Characterization of lactic acid bacteriaisolated from
Algerian arid zone raw goat‘s milk. Afr. J. Biotechnol. 3: 339- 342.
Guessas B., Adjoudj F., Hadadji M. et Kihal M. 2012. Isolation and Identification of
Lactic Acid Bacteria from Dhan, a Traditional Butter and Their Major Technological Traits,
World Appl Sci. J. 17: (4) 480-488.
Guiraud J-P. 1998. Microbiologie alimentaire. Dunod. 652 p.
Habimana O., Guillier L., Kulakauskas S. et Briandet R. 2011. Spatial competition
with Lactococcus lactis in mixed-species continous-flow biofilms inhibits Listeria monocytogenes
growth.Biofouling. 27:1065-1072.
Haddadin M.S.Y., Gammoh S.I. et Robinson R.K. 2008. Seasonal variations in the
chemical composition of camel milk in Jordan. J of Dairy Res.75 : 8–12.
Harrigan W.F. et MacCance M.E.C. 1976. Laboratory Methods in Microbiology.
Academic Press, London and New York.
85
Hassan A., Amjad I. et Mahmood S. 2009. Microbiological and physicochemical
analysis of different UHT milks available in market. Afr J of F Sc Vol. 3: 100-106.
Héchard Y., Renault D., Cenatiemp Y., Letellier F., Maftah A., Jayat C., Bressolier
P., Ratinaud MH., Julien R., Fleury Y. et Delfour, A. 1993. Les bactériocines contre Listeria :
une nouvelle famille de protéines?. Elsevier/INRA 73 :207-213
Jans C., Bugnard J., Njage P.M., Lacroix C. et Meile L. 2012. Lactic acid bacteria
diversity of African raw and fermented camel milk products reveals a highly competitive,
potentially health-threatening predominant microflora. F Sc and Tech. 1-9.
Javaid S.B., Gadahi j.A., Khaskeli M., Bhutto M. B., Kumbher S. et Panhwar A. H.
2009. Physical and chemical quality of market milk sold at tandojam, Pakistan. Paki Vet. J. 29(1):
27-31.
Jay J.M. 1982. Antimicrobial properties of diacetyl. Applied and Env Microb, 44, 525–
532.
Jouany J.P. 2000. La digestion chez les camélidés ; comparaison avec les ruminants
INRA Prod. Anim. 13 : 165-176.
Juillard V., Spinnler H.E., Desmazeaud M. J. et Boquien C.Y. 1987. Phénomènes de
cooperation et d‘inhibition entre les bacteries lactiques utilices en industrie laitie`re. Lait
67(2):149–172.
Kadim I.T., Mahgoub O. et Purchas R.W. 2008. A review of the growth, and of the
carcass and meat quality characteristics of the one-humped camel (Camelus dromedaries). Meat
Sci 80 : 555–569
Kalchayanand N., Hanlin M.B. et Ray B. 2008. Sublethal injury makes Gramnegative
and resistant Gram-positive bacteria sensitive to the bacteriocins, pediocin AcH and nisin. Letters
in Applied Microbiology, 15: 239 – 243.
Kamal A.M., Salama O.A. et El-Saied K.M. 2007. Changes in amino acid profile of
camel milk protein during the early lactation, Inter. Dairy J. (2): 226-234.
Kamoun M. 1995. Le lait de dromadaire : production, aspects qualitatifs et aptitude à la
transformation.Options méditerranéennes, Séries séminaires, 13: 81-103.
Kamoun M. 1996. Le lait de dromadaire: Production, aspects qualitatifs et aptitude à la
transformation, Options méditerranéennes, série B. pp. 81-103.
Kappeler S. 1998. Compositionaland structuralanalysis ofcamelmilkproteinswith
emphasis
on
protective
proteins.
PhD.
86
Diss.
ETH
No.
12947,
Zurich.
Kappeler S., Farah Z. et Puhan Z. 1998. Sequence analysis of Camelus dromedarius
milk caseins. Jof Dairy Res.65: 209-222.
Kappeler S., Farah Z. et Puhan Z. 2003. 50-Flanking regions of camel milk genes are
highly similar to homologue regions of other species and can be divided into two distinct groups. J
of Dairy Sci. 86: 498-508.
Kappeler S.R., Heuberger C., Farah Z. et Puhan Z. 2004. Expression of the
peptidoglycan recognition protein, PGRP, in the lactating mammary gland. J of Dairy Sci. 87:
2660-2668.
Kayouli C., Jouany J.P., Dardillat C. et Tisserand J.L. 1995. Particularités
physiologiques du dromadaire : conséquences pour son alimentation. Options Méditerranéennes.
13 : 143-155.
Kempler G.M. et Mc Kay L.L. 1980. Improved medium for detection of citratefermenting Streptococcus lactis subsp diacetylactis. J. Appl. Environ. Microbiol. 39: 956-927.
Khaskheli M., Arain M.A., Chaudhry S., Soomro A.H. et Qureshi T.A. 2005. Physicochemical quality of camel milk. J of Agr and Social Sciences. 2: 164-166.
Khay E., Idaomar M., Castro L.M.P., Bernárdez P.F., Senhaji N.S. et Abrini J. 2011.
Antimicrobial activities of the bacteriocin-like substances produced by lactic acid bacteria isolated
from Moroccan dromedary milk, Afr J of Biotech .10 (51): 10447-10455.
Khedid K., Faid M., Mokhtarib A., Soulaymani A. et Zinedine, A. 2009.
Characterization of lactic acid bacteria isolated from the one humped camel milk produced in
Morocco. Microb Res. 164:81-91.
Kihal M., Chekroun A., Bensoltane A., Kheroua O. et Saidi D. 1999. Characterization
of Algeria raw camels‘milk : proteins content and native lactic acid bacteria, 1ères Journées sur la
Recherche Cameline, 25 au 27 mai, ITAS, Ouargla.
Kihal M., Prevost H., Lhotte ME., Huang DQ. et Divies C; 1996. Instability of plasmidencoded citrate permease in Leuconostoc. J. Appl. Microbiol. 22: 219-223.
Klaenhammer T.R. 1988. Bacteriocins of lactic acid bacteria. Biochi.70: 337-349.
Klaenhammer T.R. 1993. Genetics of bacteriocins produced by lactic acid bacteria.
FEMS Microbiol. Rev., 12(1-3) :39 – 85.
Klein G., Pack A., Bonaparte C. et Reuter G. 1998. Taxonomy and physiology of
probiotic lactic acid bacteria. Intl. J. Food. Microbiol. 41: 103-125.
Knoess K.H. 1977. The camel as a meat and milk animal.Wor Ani Rev.2: 39-44.
87
Konuspayeva G. 2007. Variabilite´ physico-chimique et biochimique du lait des grands
came´ lide´s (Camelus bactrianus, Camelus dromedarius et hybrides) au Kazakhstan. Ph.D.
Thesis. Universite´ Montpellier II, France, 255 pp.
Konuspayeva G., Faye B. et Loiseau G. 2009. The composition of camel milk: a metaanalysis of the literature data. J of F Comp and Anal. 22: 95-101.
Konuspayeva G., Lemarie E., Faye B., Loiseau G. et Montet D. 2008. Fatty acid and
cholesterol composition of camel‘s (Camelus bactrianus, Camelus dromedaries and hybrids) milk
in Kazakhstan. Dair Sci and Tech. 88: 327-340.
Kostinek M., Specht I., Edward V.A., Schillinger U., Hertel C., Holzapfel W.H. et
Franz C.M. 2005. Diversity and technological properties of predominant lactic acid bacteria from
fermented cassava used for the preparation of Gari, a traditional African food. Syst Appl
Microbiol. 28(6): 527–540
Kouniba A., Berrada M., Zahar M. et Bengoumi M. 2005. Composition and heat
stability of Moroccan camel milk. J of Camel Prac and Res. 12:105–110.
Koussou M.O., Guiraud P. et Mopaté L.Y. 2007. Evaluation de la qualité physicochimique et hygiénique du lait de brousse et des produits laitiers locaux commercialisés dans les
bars laitiers de N‘Djamena au Tchad, Revue Elev. Méd. Vét. Pays Trop 60 (1-4) : 45-49.
Labioui H., Elmoualdi L., Benzakour A., Yachioui M.E.L., Berny E. et Ouhssine M.
2009. Etude physicochimique et microbiologique de laits crus. Bull. Soc. Pharm. Bordeaux. (148):
7-16.
Labioui H., Elmoualdi L., El Yachioui M. et Ouhssine M. (2005). Selection de souches
de bacteries lactiques antibacteriennes. Bull. Soc. Pharm. Bordeaux, 144 : 237-250
Laemmeli U.K. 1970 Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of
bacteriophage T4, Nature 227: 680-685.
Leroy C. et De vuyst. 2001. Growth of the bacteriocine –producing Lactobacillus sakei
strain CTC 494 in MRS Broth is strongly reduced due to nutrient exhaustion: a nutrient depletion
model for growth of lactic acid bacteria.Appl and Env Microb.67: 4407-4413.
Liu M., Bayjanov R. J., Renckens B., Nauta A. et Siezen J .R. 2010. The proteolytic
system of lactic acid bacteria revisited: a genomic comparison. BMC Genomics, 11:36.
Lorenzena P.C., Wernery R., Johnson B., Joseb S. et Wernery U. 2011. Evaluation of
indigenous enzyme activities in raw and pasteurized camel milk, Small Rumt Res. (97): 79-82.
88
Loubdia S.N., Badis A., Guetani D., Ouzrout R. et Kihal M. 2007. Caracterisation
phenotypiques of lactic bacteries isolees from believed milk of goat of two caprine population
Local Arabia and Kabyle.J of ani and veter Adv. 6(12):1474- 1481.
Mahboub N., Telli A., Siboukeur O., Boudjenah S., Slimani N. et Matia. 2010.
Contribution à l‘amélioration de l‘aptitude fromagère du lait camelin : étude des conditions de
conservation des enzymes gastriques camelines. Annales des Sci et Tech.. 2 : 1.
Maiza K., P. Brac., and R.A. et Hammiche. 1993. Pharmacopée traditionnelle
saharienne: Sahara septentrional. Médicaments et Aliments: l‘approche Ethnopharmacologique,
Actes du 2e Colloque Européen d‘Ethnophmacologie et de la 1l e Conférence internationale
d‘Ethnomédecine, Heidelberg, pp. 169-171.
Makinen-Kijunen S. et Palovsvo T. 1992. A sensitive enzyme-linked
immunosorbent assay for determination of bovine beta-lactoglobulinin infant feeding
formulas and human milk. Allergy.47:347-352.
Mall P., Mohanty B.K., Patankar D.B., Mody R. et Tunga R. 2010.
Physiochemical Parameters Optimization for Enhanced Nisin Production by Lactococcus
lactis (MTCC 440) Braz. Arch. Biol. Technol. 53 (1): 203-209
Mami A., Hamdi A.R., Henni J.E., Kerfouf A. et Kihal M. 2010. Activité antimicrobienne de Lactobacillus plantarum isolée du lait cru de chèvre d‘Algérie vis-à-vis de
Staphylococcus aureus. Les technologies de Laboratoire.5 : 21.
Mami A., Henni J.E. et Kihal M. 2008. Antimicrobial activity of Lactobacillusspecies
isolated from Algerian raw goat‘s milk against Staphylococcus aureus. World J of Dair & F Sci. 3
(2): 39-49.
Mami A., Henni J.E. et Kihal M. 2012. Screening of autochthonous Lactobacillus species
from Algerian raw gaot's milk for the production of bacteriocin-like compounds against
Staphylococcus aureus, Afr. J. Microbiol. Res. 6: (12) 2888-2898.
Mami A., Kerfouf A. et Kihal M. 2014. Study of the Antimicrobial and Probiotic Effect
of Lactobacillus plantarum Isolated from Raw Goat's Milk from the Region of Western Algeria.
Inter J of Sci: Basic and Appl Rese (IJSBAR) 13(1): 18-27.
Mayeux J.V., Sandine W.W.E. et Elliker P.R. 1962. A selective medium for detecting
Leuconostoc organisms in mixed strain starter cultures. J. Dairy. Sci. 45: 655-656.
Mehaia M.A., Hablas M.A., Abdel-Rahman K.M. et El-Mougy S.A. 1995. Milk
composition of Majaheim, Wadah and Hamra camels in Saudi Arabia, Food Chem.52: 115-122.
89
Meiloud G.M., Ould bouraya I.N., Samb A., et Houmeida A. 2011. Composition of
mauritanian camel milk: Results of first study, Inter. J. Agri. Biol. 13 (1): 145-147.
Mercier P., Yerushalmi L., Rouleau D. et Dochain D. 1992.Kinetics of lactic acid
fermentation on glucose and corn Lactobacillus amylophilus. J Chem Tech Biotechnol 55:111121.
Merin U., Bernstein S., Bloch-Damti A., Yagil R., van Creveld C. et Lindner P. 2001.
A comparative study of milk serum proteins in camel (Camelus dromedarius) and bovine
colostrums. Livestock Prod. Sci. 67: 297-301.
Mona E. Y., Ragia O.M., Abeer A. KH. et Mosa T.E. 2010. Biochemical Effects of
Fermented Camel Milk on Diarrhea in Rats. New York Sci J; 3(5):106-111.
Moulay M., Aggad H., Benmechernene Z., Guessas B., Henni D.E. et Kihal M. 2006.
Proteolytic activity of cultivable lactic acid bacteria isolated from Algerian raw goat‘s milk, World
J of Dairy Food Sci. 1:12-18.
Mukassa-Mugerwa E. 1985.Le chameau
(Camelus dromedarius) : Étude
bibliographique. CIPEA, ADDIS-ABEBA.,116 p.
Nair P.S. et Surendran p.K. 2005. Biochemical characterization of lactic acid bacteria
isolated from fish and prawn. J of cult colle. 4: 48-52.
Narayanapillai U., Duraisamy S., Balakrishnan S., Kanagaraj N. et Ramasamy G.
2012 Production of bacteriocin and their application in food products, Asi Pac J of Trop Biome
,S406-S410.
Nasri N. et Triki S. 2007 Les protéines de réserve du pin pignon (Pinus pinea L.), C.R.
Biologies. 330-402-409.
Ochirkhuyag B., Dalgalarrondo M., Chobert J.M., Choiset Y. et Haertle T. 1998.
Characterization of whey proteins from Mongolianyak, khainak, and bacterian camel. J. Food
Biochem. 22, 105–124.
Omer R.H. et Eltinay A.H. 2009 Changes in chemical composition of camel‘s raw milk
during storage, Pak. J. Nutr. 8 (5): 607-610.
Oulad belkhir A., Chehma A. et Faye B. 2013 Phenotypic variability of two principal
Algerian camel‘s populations (Targui and Sahraoui), Emir. J. Food Agric., 25 (3), 231-237.
Ould ahmed M ; 2009. Caracterisation de la population des dromadaires (Camelus
dromedarius) en Tunisie. these de doctorat en sciences agronomiques.
Patil M.M., Pal A., Anand T. et Ramana K.V. 2009. Isolation and characterization of
lactic
acid
bacteria
from
curd
and
cucumber.Ind
90
J
of
Biotech.
9:166-172.
Rabilloud T., Fath S.S., Baur E.VV., Egly J.M. et Revelant O. 1993. Detergents et
proteins membranaires. Biofutur, 126 : 2-12.
Rahli F. Saidi N. Kihal M. 2013. Evaluation of the Factors Affecting the Variation of the
Physicochemical Composition of Algerian Camel‘s Raw Milk During Different Seasons. Adv in
Envi Biol, 7(14): 4879-4884.
Rajaram G., Manivasagan P., Thilagavathi B. et Saravanakumar A. 2010. Purification
and Characterization of a Bacteriocin Produced by Lactobacillus lactis Isolated from Marine
Environment, Adv J of F Sci and Techn 2(2): 138-144,
Razvi A., Zhang Z. et Lan C.Q. 2008. Effects of glucose and nitrogen source
concentration on Batch fermentation Kinetics of Lactococcus lactis under Hemin-stimulated
respirative condition.Biotech Prog.24:852-858.
Renault P. 2002. Genetically modified lactic acid bacteria : applications to food or health
and risk assessment. Bioch 84: 1073–1087.
Ripinsky M. 1985 The camel in dynastic Egypt. J. Egy Arch 17:131-141
Rosetti G. et Congiu S. 1955. Zootechnical and veterinary investigations on the domestic
animals of Somalia. Mogadishu: Ispettorato Veterinario, Amministrazione Fiduciaria Italiana della
Somalia 207 pp.
Roudj S., Belkheir K., Zadi-Karam H. et Karam N-E. 2009. Protéolyse et Autolyse
Chez Deux Lactobacilles Isolés de Lait Camelin du Sud Ouest Algérien.European J of Scie Res
ISSN.34 (2).218-227.
Rüegg M.W. et Farah Z. 1991. Melting curves of camel milk fat. Milchwissenschaft,
(46): 361-362.
Saber A. S. 1998. The Camel in Ancient Egypt, Proceedings of the Third Annual Meeting
for Animal Production Under Arid Conditions, Vol. 1: 208-215
Saber A.S. 2012. Theories of the Dromedary Camel Entry Into Africa Based on the
Archeological Evidence, A New Concept in the Proceedings of the 3rd Conference of the
ISOCARD, 360-361.
Saidi D., Kihal M., Hamama A., Chekroune A., Henni J.E. et Kheroua O. 2005.
Characterization of Algerian raw camels‘ milk: Identification of dominant lactic acid bacteria and
proteins analysis, J. Alg. Reg. Arides. (4): 1-9.
Saidi N., Guessas B., Bensalah F., Badis A., Hadadji M., Henni J.E., Prevost H. et
Kihal M. 2002. Caractérisation des Bactéries Lactiques Isolées du Lait Cru de Chèvre des
Régions
Arides
d'Algérie.
J
Alg
91
des
Rég
Ar
.1:1112-3273.
Salami N.L., Badis A., Guetani D., Ouzrout R. et Kihal M. 2007. Caracterisation
phenotypiques of lactic bacteries isolees from believed milk of goat of two caprine population
Local Arabia and Kabyle.Jl of ani Andve Adv.6 (12):1474- 1481.
SALEY M. 1993. La Production Laitière du Dromadaire. CIRAD, Ed Maison-Alfort,
Paris.
Samelis
J.F.,
Murogenakis.
et
Metaxopoulos
J.
1994.
Quantification
and
characterization of microbial populations associated with naturally fermented Greek dry salami. F
Microb, 11: 447- 460.
Sawaya W.N., Kalil J.K., AL-Shalhat A. et AL-Mohamed H. 1984. Chemical
composition and nutritional quality of camel milk. J. Food Sci. 744–747.
Sboui A., Khorchani T., Djegham M. et Belhadj O. 2009. Comparaison de la
composition physicochimique du lait camelin et bovin du Sud tunisien; variation du pH et de
l‘acidité à différentes températures. Afr SCIE 05(2) : 293 – 304
Schepers A.W., Thibault J. et Lacroix. 2002. Lactobacillus helveticus growth and lactic
acid production during pH controlled batch cultures in whey permeate/yeast extract medium.Part
I.multiple factor kinetic analysis.Enzy and microb Techn 30:176-186.
Schillinger U. et Lucke FK. 1987. Identification of lactobacilli from meat and meat
products. F Microbiol. 4:199-20
Schmidt-Nielsen K., Crawford E.C., Newsome A.E., Rawson K.S. et Hammel H.J.
1967. Metabolic rate u; camels: Effect of body temperature and dehydration. Am. J. Physiol. 212:
pp. 341-346.
Schmidt-Nielsen K., Schmidt-Nielsen B., Jarnum S.A. et Houpt T.R. 1957. Body
temperature of the camel and its relation to water economy. Am. J. Physiol.188: pp. 103-112.
Seifu E., Abraham A., Kurtu1M. Y. et Yilma Z. 2012. Isolation and characterization of
lactic acid bacteria from Ititu: Ethiopian traditional fermented camel milk. J of Camelid Sci. 5:8298.
Sharmanov T.S., Kadyrova R.K., Shlygina O.E. et Zhaksylykova R.D. 1978.
Changes in the indicators of radioactive isotope studies of the liver of patients with chronic
hepatitis during treatment with whole camels‗and mares‗milk. Voprosy Pitaniya.1:9-13.
Shuiep E.S., El Zubeir I.E.M.., El Owni O.A.O. et Musa H.H. 2008. Influence of season
and management on composition of raw camel (Camelus dromedarius) milk in Khartoum state,
sudan,
Tropic
and
Subtrop
92
Agroecosystems.
(8):101-106
Shuiep E.S., Kanbar T., Eissa N., Alber J., Lämmler C. et Zschöck M. 2009.
Phenotypic and genotypic characterization of Staphylococcus aureus isolated from raw camel milk
samples, Res. Veter. Sci. (86): 211-215.
Shuiep E.T.S., Giambra. El Zubeir, I.J, I.E.Y.M. Erhardt G. 2013. Biochemical and
molecular characterization of polymorphisms of as1-casein in Sudanese camel (Camelus
dromedarius) milk. Inter Dairy J 28 : 88-93.
Siboukeur O. 2008 Etude du lait camelin collecté localement : caractéristiques
physico-chimiques et microbiologiques ; aptitudes à la coagulation Thèse de Doctorat en
Sciences agronomiques. Option : Sciences Alimentaires. Institut National Agronomique ElHarrach - Alger (Algérie); 135 p
Siboukeur.O., Mati.A. et Hessas B. 2005. Amélioration de l‘aptitude à la coagulation
du lait cameline (Camelus dromedarius) : utilisation d‘extraits enzymatiques coagulants
gastriques de dromadaires Cahiers Agricultures. 14 : 5.
Skidmore J.A. 2005. Reproduction in dromedary camels: an update Anim. Reprod.,
v.2, n.3, p.161-171, Jul./Sept.
Smail R. 2002. Isolement et caractérisation des protéines majeurs du lait de chamelle
collecté dans les régions d‘Ouargla et de Tamanrasset. Thèse de Magister, Faculté des Sciences
de la Nature et de la Vie, université de Bejaia, 1-75.
Stiles M.E. et Holzapfel W.H. 1997. Review article: Lactic acid bacteria of foods and
their current taxonomy. Int. J. Food Microbiol. 36: 1-29.
Terzaghi B.E. et Sandine W.E. (1975). Improved medium for lactic steptococci and their
bacteriophages. Appl. Environ. Microbiol. 29: 807-813.
Thomas T.D. 1973. Agar medium for differentiation of Streptococcus cremoris from the
other bacteria. N.Z.J.Dairy. Sci. Technol. 8: 70 - 71.
Udhayashree N., Senbagam D., Senthilkumar B., Nithya K. et Gurusamy R. 2012:
Production of bacteriocin and their application in food products, Asi Pacific J of Trop Biome.
S406-S410.
Urazakov N.U. et Bainazarov S.H. 1974. The1st clinic in history for the treatment of
pulmonary tuberculosis with camel‗s sour milk. Probl. Tuberk.2:89-90.
Vignola C.L., michel J.C., Paquin P., Moinuau M., Pouliot M. et sinpson R. 2002.
Science et technologie du lait: transformation du lait. Technique et documentation Lavoisier. 600
p
93
Wangoh J., Farah Z. et Puhan Z. 1993. Extraction of camel rennet and its comparison
with calf rennet extract. Milchwissenschaft. 48: 322-325.
Wenge. et Mathews. 1999. Lactic acid production from lactose by Lactobacillus
plantarum :Kinetic model and effects of pH, substrate, and oxygen.Biochemical engineering
Journal 3 : 163-170.
Wernery U., Johnson B. et Tawfig Ishmail W. 2006. Insulin content in raw dromedary
milk and serum measured over one lactation period. J of Camel Pra and Res13 (2), p. 89-90.
Wilson R. T. 1989. Ecophysiology of the camelidae and desert ruminants. Springer
Verlag, Berlin.
Wilson R.T. 1989. Reproductive performance of the one-humped camel. The empirical
base. Revue Elev.Med. Pays Trop. 42 : 117-125
Wilson R.T. 1989. The one-humped camel in the word. Options Méditerranéennes -Série
Séminaires. 2 :15-17.
Wilson R.T. 1998 The Tropical Agriculturalist: Camels. Macmilan Education Ltd.
London and Basingstoke.
Yagil R. 1982. Camels and Camel Milk. Invited publication from FAO (Food and
Agricultural Organization of the UN) 26, 69
Yagil R. 1985. The desert came: Comparative physiological adaptation. Comparative
animal nutrition, 5. Basel, Switzerland, Karger, 164 p.
Yagil R. et Etzion Z. 1980. Effect of drought condition on the quality of camel milk, J.
Dairy Res. (47): 159-166.
Yagil R., Zagorski O. et Van Creveld C. 1994 Science and Camel‘s Milk Production.
Actes du Colloque : "Dromadaires et chameaux animaux laitiers", 24-26- octobre,Nouakchott,
Mauritanie.
Yagil R., Zagorski O., van Creveld C. et Saran A. 1994. Science and camel milk
production. In: Chameaux et dromedaries, animaux laitiers. Ed. SaintMartin, G. Expansion
Scientifique Francais, Paris,75-89.
Yagil, R. et van Creveld C. 2000. Medicinal use of camel milk. Factor fancy? In: Proc.
2nd Intl. Camelid Conf. Agro-economics of Camelid Farming. Almaty. September 2000, p.80
Yasin S.A., Wahid A. 1957. Pakistan camels. Cité par RICHARD. D. In le
dromadaire et son élevage I E M V T. 1984.163P.
94
Yosef S., Reuben B., Mark M. et Reuven Y. 2005. Camel milk for food allergies in
children. Immu and aller. 7:796-798.
Youcef N., Saidi D., Mezemaze F., El-Mecherfi K.E., Kaddouri H. et Negaoui H. 2009.
Cross reactivity between dromedary whey proteins and IgG anti bovine a-lactalbumin and anti
bovine ß-lactoglobulin, Amer. J. Appl. Sci. 6 (8): 1448-1452.
Yousif O.KH. et Babiker S.A. 1989. The desert camel as meat animal, Meat Sci, 26, issue
4, 245-354.
Zagorski O., Maman A., Yaffe A., Meisles A., van Creveld C. et Yagil R. 1998. Insulin
in milk a comparative study. Int. J. AnimalSci.13:241-244.
Zarour K., Benmechernene Z., Hadadji M., Moussa-Boudjemaa B., Henni D. J. et
Kihal M. 2012. Bioprospecting of Leuconostoc mesenteroides strains isolated from Algerian raw
camel and goat milk for technological properties useful as adjunct starters. Afr Jl of Microb Res
Vol. 6(13), pp. 3192-3201
Zhangabilov A.K., Bekishov A.A.C. et Mamirova Y.N. 2000. Medicinal properties of
camel milk and shubat. In: Proc. 2nd Intl. Camelid Conf. Agro-economic sof Camelid Farming.
Almaty, September 2000, p.100.
Zhao Y. 1998. Media, Market, and Democracy in China: Between the Party Line and the
Bottom Line. Urbana, IL: University of Illinois Press.
Zourari A. Accolas J.P., Desmazeaud M.J. (1992). Metabolism and biochemical
characteristics of yogurt bacteria. A review. Lait 72.1-34
‫ ص‬265 .‫ رٌاع انعهٕو انجشائز‬.‫ انًجًم فً عهٕو اْلتم‬. 2005 .‫ الذليوي ع‬,.‫ هني ج‬,.‫ ا كيحل م‬,. ‫العبودي عبذ الكاظن‬
Liu, S. (2003) Practical implications of lactate and pyruvate metabolism by lactic acid
bacteria in food and beverage fermentations. Int. J. Food Microbiol. 83 (2) : 115-131.
Klaenhammer T.R. (1993) Genetics of bacteriocins produced by lactic acid bacteria.
FEMS Microbiol. Rev. 12(1-3): 39-85.
Janssen M., Geeraerd A.H., Cappuyns A., Garcia-Gonzalez L., Schockaert G.,
Houteghem N.V., Vereecken K.M., Debevere J., Devlieghere F. and Impe, J. (2007)
Individual and combined effects of pH and lactic acid concentration on L. innocua inactivation:
Development of a predictive model and assessment of Experimental Variability. Appl. Environ.
Microbiol. 73(5): 1601-1611.
95
Annexe
Annexe
Annexe
Annexe
Milieux de culture utilisés
Milieu MRS (De Man, Rogosa and Sharpe, 1960)
Extrait de levure
5g
Extrait de viande
10 g
Peptone
10 g
Acétate de sodium
5g
Citrate de sodium
2g
Glucose
20 g
KH2PO4
2g
MgSO4
0,25 g
MnSO4
0,05 g
Eau distillée
1000 ml
pH =
6,2
Autoclavage : 121°C pendant 15 minutes.
Milieu MRS-BCP sans extrait de viande
MRS sans extrait de viande (milieu liquide) 1000 ml
Pourpre de Bromocrésol 0,025 mg
pH = 7.0
Milieu M16 BCP (Thomas, 1973)
Extrait de levure
2,5 g
Extrait de viande
5g
Lactose
2g
Biopolytone
5g
Peptone papainique de soja
5g
Acide ascorbique
0,5 g
Acétate de sodium
1,8 g
L-Arginine
4g
Pourpre de bromocrésol
0,05 g
96
Annexe
Agar
10 g
Eau distillée
1000 ml
pH
6,5
Autoclavage : 121°C pendant 15 minutes.
Eau physiologique
Chlorure de sodium
8,5 g
Peptone
0,5 g
Eau distillée
1000 ml
pH=7 Autoclavage 121°C, 15 minutes.
Lait écrémé
Lait écrémé
100 g
Extrait de levure
3g
Eau distillée
1000 ml
pH=7
Autoclavage 110°C, 10 minutes.
Milieu MSE (Mayeux, Sandine et Elliker, 1962)
Tryptone
10 g
Extrait de levure
5g
Saccharose
100 g
Citrate de sodium
1g
Glucose
5g
Gélatine
2,5 g
Azothydrate de sodium
0,075 g
Eau distillée
1000 ml
pH 6,5
97
Annexe
Milieu KMK (Kempler et Mc Kay, 1980)
Extrait de levure
3g
Biopolytone
2,5 g
Glucose
5g
Eau distillée
1000 ml
pH=6.6
Le milieu est réparti à raison de 100 ml par flacon, puis autoclavé (121°C, 15min).Au momentde
l‘emploi, 1 ml d‘une solution aqueuse de ferricyanide de potassium 10 % (p/v) et 1 mld‘une
solution aqueuse à 2.5 % (p/v) de citrate ferrique et citrate de sodium (p/p) sont ajoutés.
Ces solutions sont stérilisées par filtration (millipores 0.22 µm) et sont conservées à
l‘obscurité à +4°C.
Milieu Mueller-Hinton (Mueller et Hinton, 1941)
Infusion de viande de boeuf
3000 cm3
Peptone de caséine
17,5 g
Amidon de mais
1,5 g
Agar-agar
17 g
pH=7.4
Bouillon nutritif
Extrait de viande
5g
Peptone
10 g
Chlorure de sodium
5g
pH = 7.4
98
Annexe
Gélose nutritive
Extrait de viande
5g
Peptone
10 g
Chlorure de sodium
5g
Agar
15 g
Eau distillée
1000 ml
pH = 7.4
Milieu Chapman
Tryptone
5,0 g
Peptone pepsique de viande
5,0 g
Extrait de viande
1,0 g
Mannitol
10,0 g
Chlorure de sodium
75,0 g
Rouge de phénol
25,0 mg
Agar agar
15,0 g
Eau distillée
1000 ml
pH = 7.4
Autoclavage 121°C, 15 minutes
Milieu PCA (Plat Count Agar)
Peptone
5,0 g
Extrait de levure
2,5 g
Glucose
1,0 g
Agar
15,0 g
Eau distillée
1000 ml
pH = 7,2
Autoclavage 121°C, 15 minutes
Milieu DLS (Desoxycholate de Sodium)
Peptone
10g
Lactose
10g
Citrate de sodium
1g
Rouge neutre
0,03g
Désoxycholate de sodium
1g
99
Annexe
Chlorure de sodium
5g
Hydrogénophosphate de potassium
2g
Agar
15g
Eau distillée
1000 ml
pH = 7,2
A ne pas autoclavez
Milieu VF (Viande Foie)
Base viande foie
30,0 g
Glucose
2,0 g
Agar
6,0 g
Eau distillée
1000 ml
pH = 7,4
Milieu E.M (Extrait de Malt)
Extrait de malt
30,0 g
Agar
15,0 g
Eau distillée
1000 ml
pH = 5,5
Tampon phosphate 0,1 M pH 7
On mélange un volume de phosphate monopotassique 0,1M (13,617 g/l) avec deux volumes de
phosphate disodique 0,1 M (17,814 g/l).
Composition des solutions utilisées en électrophorèse système SDS-PAGE
Tampon de charge
Tris
0.15 g
SDS
0.4 g
Glycérol
5 ml
β- mercaptoethano
0.5 ml
Bleu de Bromophénol
0,01 .g
100
Annexe
5.ml
E.D q.s.p
Le tampon est réparti à raison de 0,5 ml par tube à hémolyse avant d‘être conservé au
congélateur jusqu‘au moment de l‘emploi
Tampon de migration : (Tris : 0,25 M ; Glycine : 1,92 M ; pH=8,3)
Tris
3,03 g
Glycine
14,4 g
SDS
1g
E.D q.s.p
Le tampon est conservé au réfrigérateur.
1000 ml
Solution d’acrylamide 30 %
Acrylamide
15 g
E.D q.s.p
50 ml
Solution de bis – acrylamide 1 %
N‘N‘ - bis - methylene – acrylamide
0,5 g
E.D q.s.p
50 ml
Tampon de séparation : (Tris HCl : 1,5 ; pH=8,8)
tris
36,3 g
E.D q.s.p
100 ml
Le pH de la solution est ajusté avec environ 24 ml HCl (1N), le volume est complété à 200 ml
avec de l‘eau distillée. Après filtration, la solution est conservée à 4°C.
Tampon de concentration : (Tris – HCl : 0,5 M ; pH=6,8)
Tris
3g
E.D q.s.p
20 ml
Le pH de la solution est ajusté avec environ 24 ml HCl (1N), le volume est complété à 200 ml
avec
de
l‘eau
distillée.
Après
filtration,
101
la
solution
est
conservée
à
4°C.
Annexe
Solution de fixation
Acide acétique
200 ml
ED qsp
1000 ml
Solution de coloration
Bleu de coomasie G250
1.5 g
Ethanol
250 .ml
Acide Acétique
40 ml
ED qsp
1000 .ml
Solution de décoloration
Ethanol
250 ml
Acide Acétique
200 ml
ED qsp
1000 ml
Solution de conservation
Acide Acétique
70 ml
ED qsp
1000 ml
102
Annexe
7
Souche 4.19
Evolution du pH
6,5
6
5,5
5
4,5
4
0
6
12
18
24
30
36
42
48
54
60
66
72
Temps (Heurs)
Sacharose
Fructose
Sans E.V
Amidon
Glucose
Glycerol
Sans E.v et Glu
Figure 27: Cinétique de croissance (A) et évolution du pH de la souche Lactococcus lactis .
103
Annexe
7,5
Souche 4.17
Evolution du pH
7
6,5
6
5,5
5
4,5
4
0
6
12
18
24
30
36
42
48
54
60
66
72
Temps (Heures)
Sacharose
Fructose
Sans E.V
Amidon
Glucose
Glycerol
Sans E.V et GLU
Figure 28 : Croissance (A) et évolution du pH de la souche Lactococcus lactis subsp. lactis biovar
diacetylactis.
104
Annexe
7,5
Souche 4.18
Evolution du pH
7
6,5
6
5,5
5
4,5
4
0
6
12
18
24
48
Sacharose
Amidon
Glycerol
Glucose
Sans E.V et GLU
Sans E.V
2,5
Croissance DO (600 nm)
30 36 42
Temps (Heures)
54
60
66
72
Fructose
Souche 4.18
2
1,5
1
0,5
0
0
6
12
18
24
30
36
42
48
54
60
66
72
Temps (Heures)
Sacharose
Amidon
Glycerol
Fructose
Glucose
Sans E.V et GLUC
Sans E.V
Figure 29 : Croissance (A) et évolution du pH de la souche Lactococcus lactis. subsp.lactis biovar
diacetylactis.
105
Annexe
7
Souche 2
Evolution du pH
6,5
6
5,5
5
4,5
4
0
6
12
18
24
30
36
42
48
54
60
66
72
Temps (Heurs)
Sacharose
Fructose
Sans E.V
Amidon
Glucose
Croissance DO (600nm)
2,5
Glycerol
Sans E.V et GLUC
Souche 2
2
1,5
1
0,5
0
0
6
12
18
24
30
36
42
48
54
60
66
72
Temps (Heures)
Sacharose
Amidon
Glycerol
Glucose
Sans E.V et GLU
Sans E.V
Fructose
Figure 30 : Croissance (A) et évolution du pH de la souche Weissella
106
cibaria.
Annexe
Tableaut 16. Composition physico-chimique du lait cru de chamelle à différents pays
Auteurs
pH
Acidité
Dornic (°D)
Densité
Matière sèches
(g/l)
Matière
grasse (g/l)
Cendres
(g/l)
Protéine
(g/l)
T
(°C)
Pays
Nos resultats
(mois de
septembre)
Nos resultats
(mois de
septembre)
Obaid et al.,
2014
6,369
18,6
1,031
93,4
30
7,46
26,3
35,83
Regions ouest
Algeriennes
6,493
18,3
1,032
144,88
52,1
8,667
33,1
33,95
Regions ouest
Algeriennes
6,57
0,16
-
12,46
3 ,02
0,78
3,19
-
Libye
Bahobail et al .,
2014
6,6
0,133
-
11,08
3,2
0,88
3,83
-
Arabie Saoudite
Benyagoub et al
., 2013
5,87±0.67
0,49±0,30
1,0274±0,0026
100,58±11,38
2,86±0,53
-
-
11,91
Algérie
12,43±0,11
2,57±0,22
0,77±0,03
2,89±0,23
-
Nigeria
117,50
-
-
30,30
-
Tunisie
Igwegbe et al .,
2014
Bornaz et al.,
2009
6,51
15,35
Kamoun ,1996
6,5
15,6
1,028
116
35
-
27,6
-
Tunisie
Allouilombarkia et al.,
2007
6,51
15,12
1,029
109,20
37,44
6,79
29,42
-
Algérie
_
16,1
1,031
130
29,2
-
25
-
Mauritanie
Meiloud et al.,
2011
107

Optimisation des conditions de fermentation et

Transcription

Documents pareils

Paques SCPA

Manger de saison chaque mois

EXE MAJ yaourt sucre de canne-V4

ALLERGIE/INTOLÉRANCE AU LAIT

Cappuccino

communique_du_071010 vr

Betteraves crues râpées Concombre au yaourt Quinoa Tomates

Points de vente des pommes de terre de l`île de Quéménès

bénéfices les plus produit conseils d`utilisation lait corps body lotion

Le lait et les produits dérivés