MALADIES ANIMALES A BUNYAVIRUS

Transcription

CHAPITRE 2.10.2.
MALADIES ANIMALES A BUNYAVIRUS
(Fièvre de la Vallée du Rift non comprise)
RÉSUMÉ
Parmi plus de 537 arbovirus connus, quelques 250 font partie de la plus grande de leurs familles,
celle des Bunyaviridae. Une maladie à Bunyavirus d’importance vétérinaire a déjà été décrite,
appelée fièvre de la Vallée du Rift, dont l’agent causal appartient au genre Phlebovirus (voir
Chapitre 2.1.8.). Dans cette famille des Bunyaviridae, les autres genres d’importance vétérinaire
sont le genre Nairovirus, auquel appartient un agent pathogène des ruminants, le virus de la
maladie du mouton de Nairobi (MMN), et le genre qui comprend le plus grand nombre de virus,
celui des Bunyavirus, lui-même subdivisé en 18 groupes antigéniques. Ce genre ne comprend que
quelques virus ayant un pouvoir pathogène significatif pour les animaux, parmi lesquels se trouvent
le virus de la Vallée Cache (VVC) et le virus Akabane. Bien qu’ils aient été classés dans des
groupes antigéniques différents, ces deux virus ont tous deux un tropisme pour les organes du
fœtus et sont responsables d’une affection congénitale des ruminants domestiques. Les membres
des genres Nairovirus et Bunyavirus sont des virus enveloppés à ARN simple brin, décrits de façon
plus détaillée au Chapitre 2.1.8. sur la fièvre de la Vallée du Rift.
Identification de l’agent pathogène : le VVC peut être isolé du sang d’animaux adultes fiévreux
et anémiques. Les essais d’isolement du virus à partir du foetus à la naissance sont généralement
voués à l’échec du fait de la neutralisation du virus par la réponse immune du fœtus. L’isolement du
virus est réalisé en général sur lignées cellulaires de singe ou de hamster nouveaux-nés, mais il est
aussi possible par inoculation intra-cérébrale à de jeunes souriceaux Le virus est identifié par un
test de fixation du complément (FC) ou de neutralisation. Des techniques de réaction
d’amplification en chaîne par polymérase (PCR), spécifiques de groupes et de virus, ont été
développées pour les Bunyavirus. Le virus Akabane peut être isolé du sang d’animaux virémiques,
et parfois de fœtus, en employant des cellules de singes, de hamsters nouveaux-nés ou de
moustiques. Les virus provoquent des malformations dans les embryons de poulets en
développement. On peut recourir à l’inoculation dans le sac vitellin de l’œuf ou à l’inoculation
intra-cérébrale au souriceau nouveau-né. Le virus est identifié par un test de FC ou de
neutralisation. Des techniques de PCR, spécifiques de groupe et de virus, ont été mises au point
pour les virus du groupe Simbu. C’est à partir du plasma d’animaux fiévreux, des nœuds
lymphatiques mésentériques ou de la rate que le virus de la MMN est le plus facile à isoler. Les
moutons de laboratoire, les souriceaux non sevrés de 2 à 4 jours inoculés par voie intracérébrale
ou les cultures cellulaires peuvent être utilisés pour un premier isolement. Les moutons sont les
animaux les plus sensibles pour cet isolement, de même que les cellules les plus sensibles sont les
cellules de lignée continue de reins de hamster nouveau-né ou les cellules primaires de reins de
hamster ou d’agneau. Un second passage, par inoculation du plasma d’un mouton
expérimentalement infecté à des cellules ou à des souris, est également recommandé.
L’identification du virus peut être réalisée par immunofluorescence directe sur des calques
d’encéphale de souris ou sur des cultures cellulaires inoculées. L’épreuve d’immunodiffusion en
gélose peut également permettre de démontrer la présence de l’antigène viral de la MMN dans les
organes. Les antigènes nécessaires pour les tests de FC ou immuno-enzymatiques (ELISA)
peuvent être préparés à partir de cultures cellulaires ou de broyats de cerveaux de souris infectées.
Épreuves sérologiques : Ce sont les épreuves d’inhibition de l’hémagglutination, de FC et de
neutralisation virale qui sont utilisées pour détecter les anticorps du VVC et du virus Akabane. Un
ELISA, basé sur celui qui est utilisé pour la fièvre de la Vallée du Rift, a été également décrit.
L’épreuve la plus appropriée pour la MMN est l’épreuve d’immunofluorescence indirecte. Les
1104
Manuel terrestre de l’OIE 2005
Chapitre 2.10.2. — Maladies animales à bunyavirus
épreuves de FC et d’hémagglutination indirecte ont également été utilisées pour confirmer des
foyers de MMN sur le terrain. Les épreuves de neutralisation virale donnent des résultats difficiles à
interpréter, comme c’est aussi le cas avec les autres membres du groupe des Nairovirus. Des
ELISAs sont en cours d’évaluation pour la MMN. Des rates infectées peuvent être utilisées comme
source d’antigène pour les épreuves d’immunodiffusion.
Spécifications applicables aux vaccins et aux produits biologiques à usage diagnostique : il
n’existe pas actuellement de vaccin contre l’infection par le VVC. Des vaccins du virus Akabane ont
été produits au Japon et en Australie pour usage dans ces pays. En ce qui concerne la MMN, un
vaccin expérimental à virus atténué vivant a été étudié, et un vaccin à virus inactivé produit sur
culture cellulaire s’est avéré immunogène.
A. INTRODUCTION
•
Virus de la Vallée Cache
Le virus de la Vallée Cache (VVC) est un arbovirus des ruminants enzootique d’Amérique du Nord. Au sein de la
famille des Bunyaviridae, ce virus est membre du sérogroupe Bunyamwera et appartient au genre Bunyavirus.
C’est le Bunyavirus le plus largement répandu en Amérique du Nord. Des enquêtes sérologiques ont révélé la
présence d’anticorps du VVC chez les ruminants domestiques, les cerfs de Virginie et les chevaux. Bien que la
plupart des infections restent sub-cliniques et que cette maladie soit rare, l’infection entraîne une arthrogrypose,
une hydrocéphalie, une morti-natalité et une momification des fœtus, ainsi que des avortements. L‘infection par le
VVC ou un bunyavirus étroitement apparenté doit être suspectée lorsque des cas d’arthrogrypose ou
d’hydrocéphalie apparaissent dans des troupeaux d’ovins après une saison pluvieuse et une prolifération
d’insectes vecteurs. Les foyers de la maladie se signalent par des avortements, et par la naissance d’agneaux
chétifs, présentant une rigidité articulaire, une hypoplasie des muscles squelettiques et des déformations de la
colonne vertébrale accompagnées de scoliose et de torticolis.
•
Le virus Akabane
Dans la famille des Bunyaviridae, le virus Akabane fait partie du sérogroupe Simbu et du genre Bunyavirus. C’est
un virus des ruminants transmis par les insectes, enzootique dans de nombreux pays dont le Japon et l’Australie
où il est à l’origine d’épizooties régulières. Le virus Akabane est aussi largement répandu en Afrique, au
Moyen-Orient et en Asie, et des anticorps contre ce virus ont été trouvés chez les bovins, les ovins, les caprins,
les camélidés, les chevaux ainsi que chez plusieurs espèces gibier d’Afrique. L’infection des animaux adultes est
sub-clinique, mais peu entraîner des avortements, en particulier chez les bovins mais aussi chez les ovins et les
caprins. La présence du virus Akabane doit être suspectée lorsque des avortements, une mortinatalité, des
arthrogryposes congénitales et des hydrocéphalies surviennent sur un mode épizootique lors de saisons
excessivement pluvieuses et au cours desquelles les insectes ont pullulé. Ces épisodes sont caractérisés par des
avortements, une mortinatalité et la naissance de veaux faibles et dégénérés, présentant des malformations du
squelette des membres postérieurs ainsi que de la colonne vertébrale, accompagnées de scoliose et de torticolis.
•
La maladie du mouton de Nairobi
La maladie du mouton de Nairobi (MMN) est causée par un Nairovirus de la famille des Bunyaviridae ; c’est une
maladie transmise par les tiques, qui n’est pas contagieuse. La MMN doit être suspectée lorsqu’un taux de
mortalité variant de 40 % à 90 % est observé dans des troupeaux d’ovins ou de caprins, en particulier si cette
mortalité survient après un déplacement des animaux d’une zone indemne vers une zone d’enzootie. La MMN est
caractérisée par de la fièvre (41,5°C), de l’abattement et de la diarrhée. Les avortements sont aussi l’une des
caractéristiques de la maladie. Les animaux qui meurent en tout début de maladie présentent une congestion de
la plupart de leurs organes et tissus, accompagnée d’un œdème de leurs nœuds lymphatiques, qui augmentent
de taille. La rate peut aussi augmenter de taille. On peut observer des hémorragies de type ecchymotique ou
pétéchial sur les séreuses et les organes de l’ensemble du cadavre, et notamment au niveau des nœuds
lymphatiques. Une inflammation du tractus gastro-intestinal peut apparaître plus tard en cours de maladie.
L’infestation par des tiques, notamment Rhipicephalus appendiculatus, vient confirmer l’implication du virus. Les
leucocytes sont peu nombreux au début de la période fébrile. Le virus Ganjam, qui est à l’origine d’un syndrome
du même genre en Inde, serait une souche de virus de la MMN. Il semblerait que le virus de la MMN puisse
exceptionnellement être à l’origine d’une zoonose naturelle, entraînant une affection pseudo-grippale bénigne
chez l’homme, mais au moins 7 contaminations de laboratoire après exposition à des aérosols de virus Ganjam
ont été rapportées.
1105
B. TECHNIQUES DE DIAGNOSTIC
•
Le virus de la Vallée Cache
Le virus de la Vallée Cache est un Bunyavirus tératogène d’Amérique du Nord qui affecte surtout les ovins. Ce
membre du sérogroupe Bunyamwera, qui appartient au genre Bunyavirus et la famille des Bunyaviridae est aussi
le plus commun des Bunyavirus d’Amérique du Nord (2). Le VVC fut isolé pour la première fois d’un broyat de
moustiques dans l’Utah (États-Unis d’Amérique) en 1956 (16), mais il ne fut reconnu responsable de la maladie
qu’à l’occasion d’un épisode de mortalité d’agneaux nouveaux-nés et de malformations d’agneaux qui survint
dans un troupeau ovin au Texas en 1987 (6). Le virus a été également isolé d’un cheval, ainsi que d’une vache
qui ne présentait aucun signe clinique.
Des enquêtes sérologiques ont montré une large prévalence des anticorps chez les ruminants domestiques et
sauvages ainsi que chez les chevaux. La séroprévalence vis-à-vis du VVC est élevée chez le cerf de Virginie, et
la virémie qui dure de 1 à 3 jours chez ce dernier lui permet d’infecter les vecteurs et d’agir comme un hôte
amplificateur (1). Ces vecteurs comprennent à la fois des moucherons Culicoides et des moustiques appartenant
aux groupes des Aedes, Anopheles, Coquillettidia et Culiseta.
L’infection des animaux adultes par le VVC est très souvent sub-clinique et les brebis infectées
expérimentalement ne présentent qu’une réaction fébrile passagère, néanmoins accompagnée d’une virémie
détectable.
Le VVC a été le premier bunyavirus Nord-Américain reconnu comme associé à des cas d’arthrogrypose du foetus
et d’hydrocéphalie bien que d’autres virus apparentés aient montré le même pouvoir pathogène lors
d’inoculations expérimentales. L’issue de l’infection du fœtus par le VVC dépend de l’âge de ce foetus. Les
malformations apparaissent le 27e et le 45e jour de gestation ; une infection entre le 28e et le 36e jour entraîne des
dysfonctionnements du système nerveux central (SNC) et des muscles squelettiques, alors qu’une infection entre
le 37e et le 42e jour n’entraîne que des déformations de ces muscles. Une infection après 50 jours de gestation ne
provoque pas de lésions, et après 76 jours le foetus devient immunocompétent et produit des anticorps. La mort
des foetus infectés par le VVC survient le plus souvent entre le 27e et le 35e jour de gestation, mais en fait ils
restent sensibles à tout âge, ce qui montre le tropisme de nombreux bunyavirus pour leurs tissus (3).
L’arthrogrypose d’un ou plusieurs membres, un torticolis, une scoliose de la colonne vertébrale et une hypoplasie
musculaire sont parmi les principales lésions macroscopiques du système musculo-squelettique. Parmi les
lésions du SNC on note une hydrancéphalie, une hydrocéphalie, une porencéphalie, une microcéphalie, une
hypoplasie cérébrale et cérébelleuse ainsi qu’une micromélie (3, 15). On découvre aussi des embryons morts et
des agneaux morts nés ou momifiés sans autre lésion évidente, ainsi que des cas d’anasarque et
d’oligohydramnios. On pense que la fuite du liquide amniotique contribue à gêner les mouvements du fœtus et
entraîne donc les malformations observées du squelette. Les défauts des membres sont également liés à des
troubles neurodégénératifs, visibles à l’examen histologique sous forme de zones de nécrose et de perte de
substance du neuropile paraventriculaire cérébral, associées à une réduction du nombre de neurones moteurs.
Le faible développement des myocytes myotubulaires fait partie des changements observés au niveau des
muscles squelettiques (15).
•
Le virus Akabane
Le virus Akabane est un virus tératogène très répandu sur la planète, sauf dans le Nouveau-Monde. Il affecte
surtout les bovins. Il fait partie de la famille des Bunyaviridés, du genre Bunyavirus et du sérogroupe Simbu (18).
Parmi 2 groupes Simbu japonais et 7 groupes Simbu australiens, les virus, Aino, Peaton, Douglas et Tinaroo
seraient aussi potentiellement pathogènes. Le virus Akabane reste, cependant, le mieux étudié de tous les virus
Simbu et le principal responsable des cas d’arthrogrypose et d’hydrocéphalie.
Le virus Akabane a été isolé pour la première fois au Japon en 1961, d’abord d’un broyat total de moustiques
puis d’un broyat de moucherons Culicoides. De nouveaux isolats furent ensuite obtenus à partir de Culicoides en
Australie et d’un broyat de moustiques en Afrique. Des anticorps du virus Akabane ont été trouvés dans des
sérums de bovins, d’ovins, de caprins, de chevaux et de camélidés. De nombreuses espèces gibier d’Afrique
sub-saharienne ont également des anticorps neutralisant ce virus. Le virus Akabane se retrouve au MoyenOrient, en Asie, à Chypre et en Afrique, mais c’est en Australie et au Japon qu’il sévit sous forme d’épizooties
régulières. Les conditions favorables à de telles épizooties sont l’existence d’animaux en tout début de gestation
et une soudaine pullulation des populations de vecteurs, surtout si le virus a été absent de la région depuis
plusieurs années.
L’infection par le virus Akabane chez l’animal adulte est généralement sub-clinique, mais une encéphalomyélite
due à ce virus a été récemment observée chez des bovins adultes. Les bovins élaborent des anticorps après 3 à
4 jours de virémie.
1106
En zones d’enzootie, les anticorps élaborés par la mère empêchent l’infection de son foetus, mais le virus
Akabane peut infecter le placenta des bovins et ovins sensibles pendant longtemps. Cette infection se produit
entre le 30e et le 70e jour de gestation chez la brebis et entre le 30e et le 150e jour de gestation chez la vache. Le
virus Akabane montre une prédilection pour l’encéphale, la moelle épinière et les cellules musculaires, où la
nécrose non inflammatoire qu’il entraîne interfère avec la morphogenèse des tissus.
L’infection par le virus Akabane a fait l’objet d’études expérimentales chez les ovins et les caprins, au cours
desquelles il a été possible de reproduire arthrogrypose/hydrocépahlie, cyphose, scoliose, microcéphalie,
porocéphalie, mortinatalité et avortements (25). L’infection naturelle du fœtus ovin a été décrite en Australie, où
l’on observe souvent une mortalité périnatale des agneaux et des microcéphalies congénitales.
L’infection par le virus Akabane a fait l’objet d’études expérimentales chez la vache gestante, démontrant que le
type d’anomalie résultant de cette infection dépendait de l’âge du foetus, l’hydrocéphalie étant observée entre le
76e et le 104e jour de gestation et l’arthrogrypose entre le 103e et le 174e jour (19). Cette différence dans la date
d’apparition des anomalies est nette dans le cas du fœtus bovin, alors que chez les ovins, qui ont une durée de
gestation plus courte, lésions encéphaliques et squelettiques apparaissent simultanément sur le même fœtus. La
séquence des évènements survenant au cours d’une épizootie liée à une infection par le virus Akabane est
caractérisée par la naissance d’agneaux frappés d’incoordination motrice, puis de celle d’agneaux atteints
d’arthrogrypose et de dysplasie musculaire et enfin de celle d’agneaux frappés d’hydrocéphalie et autres lésions
graves du SNC. Ces évènements peuvent être précédés par une morti-natalité et des avortements (26). Le virus
Akabane est responsable de graves malformations des systèmes nerveux et musculaire, dont les lésions sont
caractérisées par une encéphalomyélite non purulente, une encéphalomyopathie dégénarative cérébrale
localisée, une porocéphalie, une microcéphalie, une hydrocéphale, une perte de neurones et d’axones moteurs
de la corne ventrale, une défaut de myélinisation des faisceaux de la moelle épinière, une nécrose et une
polymyosite des myotubules accompagnées d’une dégénérescence des muscles squelettiques. La scoliose est
l’une des conséquences d’une malformation de la moelle épinière, cyphose et arthrogrypose pouvant affecter
presque toutes les articulations.
•
La maladie du mouton de Nairobi est une affection des ovins et des caprins causée par un Nairovirus de la famille
des Bunyaviridae (8). Elle est caractérisée par un taux de mortalité variant de 40 à 90 %, et elle doit toujours être
suspectée chez des animaux récemment déplacés d’une zone indemne de maladie vers une zone d’enzootie.
Les foyers surviennent aussi après une incursion de tiques dans des zones qui en étaient auparavant indemnes,
notamment à la suite de pluies abondantes (9). Les symptômes de la maladie sont les mêmes chez les ovins et
les caprins, bien que certaines races ou souches soient plus sensibles que d’autres à l’infection par le virus de la
MMN. Certaines races indigènes ont tendance à être plus sensibles, alors que des races importées peuvent en
guérir après une longue maladie. Bovins et espèces gibier sont réfractaires à l’infection par le virus de la MMN
(30). Le temps d’incubation de la maladie varie de 2 à 5 jours, au cours desquels la température s’élève
à 41-42°C. La respiration accélérée du malade s’accompagne d’un profond abattement, d’anorexie et du refus de
se déplacer. Les animaux portent la tête basse, et présentent une conjonctivite et un jetage séro-sanguinolent.
Certains noeuds lymphatiques superficiels, tels que les pré-scapulaires et les précruraux deviennent palpables.
La diarrhée survient généralement 36 à 56 h après la réaction fébrile. Elle est d’abord profuse, aqueuse et
d’odeur fétide, puis devient hémorragique et muqueuse, accompagnée de coliques douloureuses et de ténesme.
L’avortement est une conséquence habituelle de l’infection. L’examen des sites de prédilection pour la fixation
des tiques, telles que les oreilles, la tête et le corps, révèlera probablement la présence d’un Ixodidé :
Rhipicephalus appendiculatus.
Dans les formes suraiguës de la maladie, la mort peut survenir en 12 h et à tout moment au cours de la réaction
fébrile lorsque l’animal est très malade. Dans les 3 à 7 jours suivants, d’autres morts surviennent après la chute
de la température corporelle, précédées par une diarrhée sévère et de la déshydratation.
Dans le cas de la MMN, l’examen anatomo-pathologique peut être décevant, car la plupart des morts risquent de
survenir durant la virémie, au cours de laquelle les seules lésions seront sans doute une lymphadénite
accompagnée de pétéchies et d’hémorragies de type ecchymotique visibles sur les séreuses de l’appareil
digestif, sur la rate, sur le cœur ou sur d’autres organes. Aucune de ces lésions ne permet de poser ou même de
proposer un diagnostic spécifique, car elles sont communes à beaucoup d’autres affections fébriles des ovins en
zones d’enzootie de MMN. Parmi les maladies avec lesquelles on peut confondre la MMN, il faut citer la fièvre de
la Vallée du Rift, la peste des petits ruminants, la peste bovine, la salmonellose et la cowdriose. Plus tard au
cours de la maladie, la gastro-entérite hémorragique devient plus évidente, accompagnée d’hémorragies de la
muqueuse du rumen, notamment le long des piliers, au niveau de la valvule iléo-caecale et plus souvent encore
au niveau du colon et du rectum. Ces derniers sont souvent couverts de zébrures. La vésicule biliaire est
généralement augmentée de taille et hémorragique. Des lésions inflammatoires hémorragiques sont visibles au
niveau du tractus génital des femelles après leur avortement. Toutefois, chez nombre d’animaux morts de MMN,
il peut n’y avoir aucune de ces lésions gastro-intestinales, et un diagnostic basé sur l’examen post mortem est
1107
rarement possible. Les lésions histolo-pathologiques habituelles sont constituées par une dégénérescence du
myocarde, une néphrite et une nécrose de la vésicule biliaire.
A l’autopsie d’animaux morts en début de MMN, on observe des lésions non spécifiques associées à une virémie
mortelle, à savoir congestion, pétéchies et hémorragies ecchymotiques des séreuses, des nœuds lymphatiques,
de la rate et d’autres organes tels que les reins, les poumons et le foie. C’est plus tard qu’apparaissent les lésions
de gastro-entérite hémorragique, avec ulcérations du rumen, du duodénum, du caecum et du colon. Le virus est
principalement transmis par la tique Rhipicephalus appendiculatus, et toute infestation par cette tique doit faire
suspecter la présence de la maladie. Le virus de la MMN peut aussi être transmis par d’autres espèces de tiques
du genre Rhipicephalus et par Ambylomma variegatum.
Il semblerait que Le virus de la MMN puisse, exceptionnellement, être à l’origine d’une zoonose naturelle,
entraînant une affection pseudo-grippale bénigne chez l’homme. Des contaminations de laboratoire se sont
traduites par de la fièvre et des douleurs articulaires (30).
1.
Identification de l’agent pathogène
•
Le virus de la Vallée Cache ne peut pas être isolé du foetus à la naissance, mais il a été isolé de broyats totaux
de moustiques et du sang d’animaux adultes virémiques. Cet isolement a été réalisé sur des lignées cellulaires
de reins de hamsters et de singes, dont les lignées baby hamster kidney (BHK), African green monkey kidney
(Vero) et LLC-MK2. Le virus peut être isolé chez un animal en phase fébrile, à partir d’une suspension à 10 % de
la couche leuco-plaquettaire en milieu essentiel minimum (MEM), en co-culture avec des cellules Vero dans du
MEM enrichi de 2 % de sérum de fœtus de veau.
L’isolement est aussi couramment réalisé par inoculation intracérébrale ou intrapéritonéale au souriceau
nouveau-né ou sevré.
Beaucoup de Bunyavirus ont été séquencés, car ce sont des agents pathogènes importants en médecine,
associés à des cas d’encéphalites humaines en Amériques du Nord comme du Sud. Des techniques de réaction
d’amplification en chaîne par polymérase (PCR) ont été appliquées à la surveillance épidémiologique par
recherche du virus dans les broyats totaux de moustiques, en remplacement de l’inoculation aux souriceaux.
Selon certains auteurs, la sensibilité de cette technique permettait de détecter un moustique infecté dans un
broyat total de 100, ce qui est impossible par la technique traditionnelle des plages en culture cellulaire.
Des amorces spécifiques de groupe et spécifiques de virus ont été préparées, et en utilisant la technique de la
transcription inverse couplée à une réaction d’amplification en chaîne par polymérase (RT-PCR), il a été possible
de distinguer les sérogroupes de virus Bunyamwera (BUN) et California (CAL). En utilisant une technique de
RT-PCR nichée, les virus des sérogroupes CAL et BUN peuvent être distingués des autres membres du genre
Bunyavirus (20).
•
Le virus Akabane
Le diagnostic de l’infection est rarement réalisé par isolement du virus, mais plutôt par analyses histopathologique
ou sérologique. Toutefois, le virus a été isolé à partir de la couche leuco-plaquettaire d’animaux sentinelles
virémiques, de broyats totaux d’insectes vecteurs et parfois d’organes du fœtus. Certains ont utilisé la RT-PCR
pour rechercher le virus Akabane et le différencier du virus Aino. Cela peut aider le diagnostic mais, compte tenu
de la diversité qui règne au sein du sérogroupe Simbu, la validité de l’épreuve devra être confirmée car on sait
qu’il existe des réassortiments entre Bunyavirus.
Des souriceaux à la mamelle de 1 à 2 jours sont aussi utilisés ; ils sont inoculés par voie intracérébrale avec
0,001 ml d’une suspension clarifiée contenant 10 % de l’échantillon à analyser. L’isolement du virus en culture
cellulaire est souvent réalisé sur cellules de lignées Vero, BHK-21 et HmLu-1. En cas d’utilisation de cellules
C6/36 de moustiques, les cultures sont laissées au repos pendant 7 jours et l’échantillon est propagé une
seconde fois en lignées cellulaires de hamster ou sur cellules Vero, sur lesquelles les effets cytopathogènes
(ECP) du virus deviennent apparents.
La détection de l’antigène a été possible dans des prélèvements réalisés sur des fœtus bovins ou ovins, fixés au
formol puis colorés à la peroxydase. Des méthodes de détection de l’acide nucléique ont également été mises au
point ; ils permettent de différencier les virus Aino et Akabane en utilisant une technique de RT-PCR nichée.
•
Le virus de la MMN peut être isolé de prélèvements faits sur le terrain en utilisant des animaux de laboratoire ou
des cultures cellulaires (13). Les personnes manipulant ce virus doivent prendre toutes les précautions
1108
nécessaires contre une infection possible par aérosols. Les meilleurs prélèvements, effectués sur des animaux
fiévreux ou morts, sont constitués par du sang non coagulé, des nœuds lymphatiques mésentériques et la rate
conservée sous glace. Le plasma peut être inoculé directement ; les noeuds lymphatiques ou la rate doivent être
homogénéisés dans un milieu de transport, sous la forme d’une suspension à 10 % environ (poids/vol.). Ce milieu
de transport peut être constitué par du milieu de Hanks additionné de 0,5 % d’hydrolysat de lactalbumine, de
0,75 % de sérum albumine bovine, de pénicilline (500 Unités Internationales [UI]/ml), de sulfate de streptomycine
(500 µg/ml), et de mycostatine (50 unités/ml) ou de fungizone (2,5 µg/ml).
La première étape recommandée pour le diagnostic est l’inoculation de 1 à 2 ml de la suspension tissulaire
précédemment décrite, ou de plasma, à des moutons sensibles à la MMN hébergés en bergerie confinée. Toute
fièvre ou symptômes apparus à la suite de cette inoculation orienteront vers un diagnostic de MMN et permettront
par la même occasion de réaliser d’excellents prélèvements pour isoler le virus. Ceci est particulièrement indiqué
lorsque les prélèvements de terrain ont été transportés en pays chauds, le virus perdant alors nécessairement de
son titre. Les moutons sont au moins 100 fois plus sensibles que les souris à l’infection par le virus de la MMN.
Des souriceaux de 1 à 2 jours peuvent être inoculés par voie intracérébrale avec 0,01 ml d’une dilution au 1/10 de
plasma ou de tissus en suspension. 2 portées de 8 à 10 souriceaux à la mamelle doivent être utilisées pour
chacun des prélèvements, qui seront inoculés par voie intracérébrale, un passage aveugle étant réalisé de façon
systématique. Les souris s’affaiblissent et meurent 5 à 9 jours après leur inoculation. Leurs encéphales doivent
être recueillis stérilement, mélangés et dilués au 1/100 en vue d’un passage ultérieur sur souris.
Les cultures cellulaires peuvent être utilisées en même temps que l’inoculation à la souris pour un premier
isolement de virus de la MMN, puisqu’elles se sont avérées d’une sensibilité équivalente à celle de l’inoculation
intracérébrale au souriceau non sevré. La lignée BHK-21-C13 est particulièrement indiquée. La lignée cellulaire
Vero (30), ainsi que des cellules rénales d’agneau ou de hamster, après 1 ou 2 passages, ont également été
employées. La plupart des souches de virus de la MMN produisent un ECP lors d’un premier passage en cellules
BHK ; d’autres produisent un effet plus visible lors du second passage. L’apparition d’un ECP n’est pas
systématique sur les cellules testiculaires et rénales d’agneaux, mais il est généralement observé dès le second
passage en cellules rénales d’agneaux. Les tubes de culture cellulaire doivent être utilisés à la fois avec et sans
lamelles ; si on utilise des flacons en plastique, des cultures sur lame porte-objet avec micro-puits doivent être
aussi préparées. Environ 0,2 ml doivent être inoculés, puis laissés 1 à 2 h au contact des cellules pour permettre
l’adsorption du virus. En tubes roulants, l’ECP sur les cellules BHK devient visible après 24 à 48 h sous forme de
foyers de cellules arrondies et granuleuses, et dans les 24 à 48 h suivantes sur les autres types de cellules.
L’ECP n’étant pas spécifique du virus de la MMN, il doit être identifié par une épreuve d’immunofluorescence ou
par une coloration à l’hématoxyline/éosine. Cette dernière méthode révèle des inclusions éosinophiliques
pléomorphiques dans le cytoplasme, en particulier en forme de fuseau. Les autres inclusions sont bipolaires, ou
entourent le nucléus.
Le virus peut être identifié de façon spécifique par une épreuve d’immunofluorescence, dont les résultats peuvent
s’avérer positifs dès 24 à 48 h après l’inoculation, alors qu’aucun ECP ne s’est encore manifesté. Les conjugués
destinés à l’épreuve d’immunofluorescence directe peuvent être préparés par des méthodes standards à partir du
liquide d’ascite de souris hyperimmunisées et d’antisérums de lapins ou de moutons. Quelques réactions
d’immunofluorescence croisées peuvent se produire avec d’autres Nairovirus aux basses dilutions du conjugué,
mais ces virus ne sont généralement pas associés avec des maladies des ovins ou des caprins.
L’épreuve d’immunodiffusion en gélose (IDG) peut s’avérer précieuse pour réaliser un premier diagnostic par
détection de l’antigène du virus de la MMN dans les organes. L’épreuve peut être réalisée dans des laboratoires
ne disposant pas de cultures cellulaires et dans des laboratoires de terrain. La rate et les nœuds lymphatiques
mésentériques sont les organes de choix pour réaliser cette épreuve. Des aliquotes de 0,5 à 1 g doivent être
homogénéisées dans un mortier en présence de sable stérile ou dans un broyeur à moteur de façon à obtenir des
suspensions de 10 à 20 % en solution physiologique tamponnée au phosphate (PBS) ou en solution saline. La
suspension doit être centrifugée 10 à 15 min à 1 000 g environ et c’est le liquide surnageant qui est utilisé pour
l’épreuve. Cette épreuve peut aussi servir à caractériser l’antigène viral présent dans l’encéphale de souris
infectées expérimentalement (voir ci-dessus). Le sérum de lapin hyper immunisé contre le virus de la MMN peut
être préparé par inoculations répétées à cet animal d’encéphale de souris infectées par le virus de la MMN. Une
suspension d’encéphale entre 2 et 5 % (poids/vol.) est préparée comme indiqué ci-dessus et centrifugée de 3 à
5 000 g pendant 15 min. Des aliquotes sont alors mélangées à un égal volume d’adjuvant complet de Freund.
Divers protocoles d’immunisation peuvent être employés, des doses de 1 ml pouvant être administrées par voie
sous-cutanée ou intramusculaire à 7 jours d’intervalle pendant 3 à 5 semaines, ou plusieurs doses de 0,1 ml
pouvant être inoculées en des points différents du corps selon le même calendrier. Le sérum doit être récolté 5 à
7 jours après la dernière injection et conservé en aliquotes à –20°C.
Une gélose Difco Noble ou toute autre gélose appropriée diluée dans une solution de chlorure de sodium à
0,85 % de pH 7,2 peut être utilisée pour réaliser cette épreuve. Les lames porte-objet sont recouvertes d’une
couche de gélose d’environ 2 mm d’épaisseur. Six puits numérotés de 1 à 6 sont creusés aux coins d’un
hexagone entourant un puits central. Le sérum du lapin hyperimmunisé est déposé dans le puits central et des
antigènes témoins positifs sont placés dans les puits 1 et 4. Le prélèvement d’organes à analyser est placé dans
1109
les puits 2 et 5. Un prélèvement témoin négatif est placé dans les puits 3 et 6. Les puits contenant le prélèvement
à analyser en face desquels se dessine une ligne de précipitation qui rejoint celle formée entre le puits contenant
l’antigène témoin positif et celui contenant le sérum du lapin hyperimmunisé sont considérés comme ayant donné
un résultat positif.
Une suspension d’encéphale de souris infectées, ou des surnageants de culture cellulaires infectées peuvent être
employés comme antigène pour le test de fixation du complément (FC) en vue de l’identification du virus. Ces
2 antigènes ont donné des résultats satisfaisants après une purification partielle par le fluorocarbone ; l’encéphale
de souris peut également être utilisé sous forme d’une suspension en tampon boraté.
Un antigène destiné à une épreuve immuno-enzymatique (ELISA) d’identification du virus peut être préparé à
partir de cultures cellulaires infectées. Les cellules sont détachées avec une pipette à poire lorsque l’ECP a
détruit environ 20 % du tapis cellulaire. On laisse ces cellules sédimenter, puis elles sont lavées 3 fois en tampon
boraté à pH 9. Elles sont ensuite lysées et dissoutes dans du dodécyl sulfate de sodium (SDS) et 1 % de Triton
X100, diluées au 1/5 environ dans du tampon boraté, puis soumises aux ultrasons pour obtenir l’antigène
nécessaire à l’ELISA. Un antigène témoin négatif est préparé de la même façon à partir d’une culture cellulaire
non infectée. Ces 2 préparations sont adsorbées directement sur les plaques ELISA et l’épreuve est réalisée,
avec des sérums immuns ou normaux et avec les 2 antigènes.
Une RT-PCR a été décrite. La PCR a permis de détecter l’ARN du virus Dugbe dans les organes et
l’hémolymphe de tiques de l’espèce Amblyoma variegatum (Le virus Dugbe est un virus non pathogène
appartenant au sérogroupe MMN, qui a été isolé du sang de bovins africains). La PCR est moins sensible que
l’inoculation à la souris, mais ses résultats peuvent être obtenus en 48 h au lieu de 8 jours avec le test in vivo
(27).
2.
Épreuves sérologiques
Elles comprennent l’inhibition de l’hémagglutination (IH), la fixation du complément (FC), la neutralisation virale
(NV) et l’ELISA.
•
a)
Épreuve de neutralisation virale
L’épreuve de NV pour le virus de la Vallée Cache était jadis réalisée par réduction du nombre de plages,
mais elle est maintenant basée sur l’inhibition de l’ECP sur cellules Vero en plaques de microtitrage (4).
•
Protocole
i)
Inactiver les sérums à éprouver pendant 30 min dans un bain Marie à 56°C ;
ii)
Diluer les sérums de 2 en 2 dans du MEM, de 1/2 à 1/16, et les incuber 60 min à 37°C en présence
d’un égal volume de 100 DICT50 (Dose de virus infectant 50 % de la culture tissulaire) par ml de virus.
Les témoins standards sont préparés de la même façon ;
iii)
Rejeter le milieu surnageant d’une plaque de microtitrage pour culture cellulaire à fond plat de 96 trous
(puits) dans laquelle se trouve déjà un tapis de cellules Vero de 24 h ;
iv)
Ajouter 50 µl des mélanges sérum/virus dans chaque puits de la plaque, à raison de 3 puits par
dilution ;
v)
Titrer à nouveau le virus utilisé dans l’épreuve, en réalisant 3 dilutions de raison dix et en déposant
50 µl par puits, utilisant 4 puits par dilution ;
vi)
Recouvrir les plaques et les incuber 60 min supplémentaires à 37°C ;
vii)
Ajouter 50 µl de milieu de maintenance MEM dans chaque puits ;
viii) Incuber les plaques 6 jours à 37°C dans un incubateur humide saturé de CO2 ;
ix)
Lire les plaques au microscope, évaluer l’ECP et déterminer les dilutions finales neutralisantes 50 % ;
x)
Le puits témoin virus doit contenir au moins 100 DICT50 non neutralisées par le sérum témoin négatif à
sa plus basse dilution. Le témoin positif doit avoir un titre situé dans les limites attendues autour d’une
moyenne prédéterminée.
1110
b)
Méthode immuno-enzymatique
Un ELISA modifié, inspiré de celui décrit par Meegan et al. pour la fièvre de la Vallée du Rift (23), a été
utilisé pour les enquêtes sérologiques sur le VVC. Les modifications comprennent l’emploi d’un liquide
d’ascite de souris dilué au 1/400 pour sensibiliser les plaques, suivi de celui d’un antigène à base
d’encéphale de souris dilué au 1/25 en sucrose/acétone dans une épreuve sandwich ELISA. Le diluant
utilisé est du PBS additionné de 0,5 % de Tween 20, de 5 % de sérum de cheval et de 500 µg de sulfate de
dextran par ml. Le système de révélation de la réaction utilise un système associant un conjugué à la
peroxydase de raifort et un substrat ABTS (2,2’-azino-di-[3-ethyl-benzthiazoline]-6-sulphonic acid) (23).
c)
Autres épreuves
Aucun des membres du groupe Bunyamwera ne possède d’hémagglutinine, mais une épreuve d’inhibition
de l’hémagglutination a été décrite dans le cas du VVC, utilisant un antigène à base d’encéphale de
souriceau à la mamelle en sucrose/acétone et des hématies d’oie à pH 6,2. L’épreuve est considérée
comme moins sensible que la neutralisation virale, car ne détectant que 50 % des anticorps. Le test de
fixation du complément est peu utilisé, compte tenu des nombreuses réactions croisées existant au sein du
groupe Bunyamwera.
•
Le virus Akabane
a)
Épreuve d’immunodiffusion en gélose
L’épreuve d’IDG révèle beaucoup de réactions croisées au sein du groupe Simbu ; elle est moins sensible
que l’épreuve de neutralisation virale, mais elle a été jadis utilisée pour trier de grandes séries de sérums.
Le liquide de culture cellulaire infecté est concentré dans un sac de dialyse contre du PEG
20 000 (polyéthylène glycol). Une gélose à 1 % en tampon boraté de pH 8,6 est coulée selon le schéma
classique (hexagonal) de 7 puits creusés autour d’un puits central. Elle est incubée en chambre humide et
lue après 48 à 72 h en s’entourant des témoins appropriés.
b)
Épreuve d’inhibition de l’hémagglutination
L’épreuve d’inhibition de l’hémagglutination est à modifier d’après Clarke & Casals 1958 (5),
l’hémagglutination étant encore plus nette si on augmente la molarité du ClNa. La réussite de l’épreuve
dépend aussi du pH. Les sérums sont prétraités au kaolin ou à l’acétone, puis inactivés par la chaleur
durant 30 min à 56°C. L’épreuve est réalisée en employant 4 unités d’antigène à base d’encéphales de
souris extraits en sucrose/acétone, 0,3 % d’hématies et un tampon boraté à pH 9 (17).
c)
Épreuve de neutralisation virale
Les épreuves de neutralisation virale qui ont été décrites utilisaient des cellules HmLu-1 en tubes ou des
cellules Vero ou BHK en plaques de microtitrage à fond plat de 96 trous (7). Deux techniques on été
rapportées, recommandant une incubation sérum/virus de 1 h ou d’une nuit avant d’ajouter les cellules.
•
Protocole
i)
Inactiver les sérums à éprouver 30 min au bain marie ;
ii)
Préparer des dilutions des sérums de raison deux en milieu de Eagle, du 1/2 au 1/16, dans des
plaques de titrage à fond plat de 96 trous, en utilisant 2 puits par dilution, et en déposant 25 µl par
puits. Les contrôles standard sont préparés de la même façon ;
iii)
Ajouter 25 µl de virus par puits, dilué en milieu de Eagle de façon à obtenir 200 DICT50 pour 50 µl ;
iv)
Couvrir les plaques et les laisser à la température de la pièce pendant 1 h ;
v)
Prévoir un nouveau titrage du virus en triplicata, en réalisant 3 dilutions de raison dix et en déposant
25 µl par puits ;
vi)
Ajouter 100 µl par puits de cellules Vero en milieu de Eagle additionné de 2 % de sérum, à raison de
5 × 105 cellules/ml ;
vii)
Incuber les plaques entre 34 et 37°C pendant 5 jours dans un incubateur à CO2 humidifié ;
viii) Lire les plaques au microscope et exprimer le titre par la réciproque de la plus haute dilution du sérum
capable d’inhiber tout ECP ;
ix)
Le témoin virus et le témoin sérum doivent donner les résultats attendus.
1111
Lorsque les plaques sont incubées toute la nuit, des dilutions sériées de sérum inactivé de raison deux,
réalisées en duplicata, sont mélangées à 100 DICT50 de virus en déposant chaque fois 100 µl du mélange.
Lorsque les plaques sont incubées 1 h à 37°C et une nuit à 4°C, 50 µl de cellules BHK sont ajoutés dans les
plaques. La plaque est examinée après 3 et 5 jours d’incubation à 37°C, pour déceler tout ECP éventuel.
d)
Méthode immuno-enzymatique
Des tests ELISA, détectant à la fois les IgG et les IgM dirigées contre le virus Akabane, ont été décrits et
considérés comme plus spécifiques et plus sensibles que l’épreuve de neutralisation virale. L’antigène
tapissant les plaques est constitué par 106 DICT50 par ml de virus propagé sur des cellules HmLu-1 et dilué
dans un tampon carbonate/bicarbonate 0,05 M à pH 9,6. Le milieu de lavage est constitué par du PBS
additionné de Tween 20 et de phosphatase alcaline. On utilise des conjugués de lapin anti IgG et IgM de
bovin (28).
Un test ELISA du même genre, utilisant un conjugué anti IgG de bovin couplé à la peroxydase de raifort a
été également décrit.
e)
Test de fixation du complément
Le test de fixation du complément, non décrit ici, est une épreuve spécifique de groupe utilisée surtout pour
étudier les relations intergroupes parmi les virus Simbu.
•
a)
Épreuve d’immunofluorescence indirecte
L’épreuve d’immunofluorescence indirecte (IFI) est la plus indiquée pour étudier les membres du groupe des
Nairovirus. Toutefois, elle n’est pas exempte de quelques réactions croisées, en particulier avec le virus
Dugbe et avec d’autres membres du même groupe tel que le virus de la fièvre hémorragique de
Crimée-Congo (10). Lorsqu’ils sont déterminés par cette méthode, les titres d’anticorps dirigés contre le
virus de la MMN vont de 1/640 à 1/10,240, alors que de tels titres ne sont pas atteints avec des sérums dont
les anticorps sont dirigés contre d’autres membres du groupe (11).
La méthode a été utilisée pour des enquêtes sérologiques et pour mesurer l’immunité induite par des
vaccinations expérimentales. Il semble n’y avoir aucune différence, au plan sérologique, entre les 40 à
1
50 isolats étudiés. D’habitude, c’est la souche An I-34 qui est utilisée pour préparer l’antigène viral, et le
virus a été adapté à la culture sur cellules BHK-21-C13 par des passages en série.
L’antigène viral utilisé pour l’épreuve peut être associé à des cellules appropriées propagées sur de
simples lames couvre-objets, des lames multi-puits, des lames couvertes de téflon ou des plaques de
microtitrage. Une méthode utilisant des lames couvertes de téflon a été décrite.
1
•
Préparation des lames d’antigène
i)
Laver et stériliser les lames couvertes de téflon. Ceci peut être fait rapidement avec le détergent chaud
utilisé pour la vaisselle de laboratoire ; rincer ensuite 3 fois 30 min à l’eau du robinet, chaque rinçage
étant suivi d’autres rinçages de même durée en eau distillée/déionisée. Les lames sont ensuite
plongées 10 min dans l’alcool à 70 %, dont elles sont sorties avec des pinces stériles et enveloppées
dans du papier sulfurisé. Elles sont stériles, mais une stérilisation supplémentaire par micro-ondes, en
2 cycles de 5 min, est recommandée ;
ii)
Placer ces lames dans des boites stériles avec une pince stérile : une boite en polystyrène carrée fera
mieux l’affaire qu’une boite ronde ;
iii)
Mélanger une suspension d’environ 25 000 cellules BHK par ml dans un milieu de culture
(généralement du milieu de Eagle pour BHK), et ajouter 1 000 DICT50 par ml de la souche MMN I-34.
Mélanger par pipetage. Préparer quelques lames témoins négatives non infectées ;
iv)
Ajouter les cellules infectées sous un volume de 50 µl (pour les plaques à 12 trous) ou sous un volume
correspondant à la taille des puits en téflon. Remettre le couvercle des boites et les placer dans une
enceinte à CO2 humidifiée ou dans une jarre anaérobie ;
La souche I-34 est un isolat virulent de MMN obtenu au Kenya, très utilisé comme souche de référence au Kabete
Laboratory – Kenya Agriculture Research Institute, P.O. Box 58137, Kabete, Nairobi, Kenya.
1112
v)
Laisser le tapis cellulaire se former dans la nuit. Sortir ensuite les plaques de l’incubateur et, sous hotte
à flux laminaire, les recouvrir complètement d’une épaisseur de 2 à 3 mm de milieu de maintenance
avec une pipette, puis les remettre dans l’incubateur ;
vi)
Récolter l’antigène dès que les premiers foyers d’ECP se manifestent sur les lames. C’est
généralement après 36 à 56 h de culture, mais on peut déterminer de façon plus précise le meilleur
moment de la récolte en colorant une lame après 24, 36 et 48 h ;
vii)
Les lames sont lavées 3 fois en PBS, puis séchées. Elles sont ensuite fixées par la chaleur sèche
(à 80°C au minimum) ou par l’acétone glacé pendant 10 min. Les lames sont enveloppées, et peuvent
être ainsi conservées à 4°C pendant 2 à 3 mois, ou à –20°C pendant 1 à 2 ans. Les lames conservées
à –20°C doivent être d’abord ramenées à 4°C pendant une nuit avant d’être utilisées.
Des méthodes similaires peuvent être mises en oeuvre pour préparer des antigènes sur des lamelles
couvre-objet ou des lames de cultures multi-puits. Toutefois, lorsqu’on on utilise des plaques de culture
Nunc multi-puits, elles doivent être fixées à l’acétone à 75 %.
•
Protocole
i)
Hydrater les lames en déposant une goutte de PBS dans les puits avec une pipette Pasteur. Reporter
sur les lames les numéros des sérums à analyser. Introduire, dans la série à analyser, des sérums
témoins positifs et négatifs avec des cultures cellulaires infectées et non infectées ;
ii)
Rejeter le PBS et ajouter les sérums dilués 1/80 au 1/2 560 dans les puits 1 à 6 selon un schéma
prédéterminé. Il vaut mieux titrer chaque dilution 2 fois, du même côté ;
iii)
Placer les lames dans les boites qui seront maintenues en chambre humide à 37°C pendant 40 min ;
iv)
Placer les lames dans des paniers et les laver 5 min dans 3 bains successifs de PBS ;
v)
Ajouter le conjugué fluorescent anti-espèces (généralement un conjugué anti-ovin ou anti-caprin), à
une dilution de travail prédéterminée ; on peut rajouter une goutte par puits, à la pipette Pasteur ou
autre ;
vi)
Incuber, comme précédemment, pendant 30 min ;
vii)
Laver 3 fois en PBS et sécher les lames ;
viii) Examiner les lames au microscope à immunofluorescence. L’antigène du virus MMN se trouve dans le
cytoplasme cellulaire, et on apercevra des foyers fusiformes de cellules BHK fluorescentes. L’antigène
apparaît surtout sous forme de petites particules fluorescentes, mais aussi sous forme d’amas plus
importants et de forme irrégulière, qui entourent souvent le nucléus, ou sous forme de masses
fusiformes emplissant le cytoplasme aux pôles de la cellule. Ces particules n’apparaissent pas avec
les sérums témoins négatifs, ni dans les cultures témoins non inoculées ;
ix)
b)
Les sérums pour lesquels une fluorescence est visible aux dilutions 1/640 à 1/1 280 sont ceux
d’animaux victimes d’une infection récente par le virus de la MMN (11).
Autres épreuves
L’épreuve de fixation du complément est compliquée du fait du pouvoir anti-complémentaire marqué de
nombreux sérums ovins.
Les épreuves d’immunodiffusion ont été utilisées avec succès en employant des antigènes bruts préparés à
partir d’organes de mouton, de surnageants de cultures cellulaires ou d’encéphales de souris infectés. Pour
cette épreuve, des sérums hyperimmuns peuvent être préparés sur mouton, souris ou lapin en utilisant la
rate infectée de moutons mourants de MMN comme antigène immunisant. Des systèmes témoins négatifs
doivent être établis à partir de rates de moutons non infectés (ou d’autres sources d’antigènes), avec des
sérums connus pour n’avoir pas d’anticorps du virus de la MMN. Ces types de réactifs peuvent être
préparés dans n’importe quel laboratoire non spécialisé en virologie. Bien que relativement peu sensible,
cette épreuve d’immunodiffusion reste utile.
Un ELISA utilisant un antigène de culture cellulaire partiellement purifié a été proposé pour la recherche des
anticorps, et il convient bien aux enquêtes sérologiques. Toutefois, en cas de résultats douteux, il faut faire
appel à un test d’immunofluorescence indirecte (24).
Des anticorps monoclonaux dirigés contre les antigènes de la souche 1 à 34 du virus de la MMN ont été
préparés, et ils sont en cours d’évaluation comme réactifs diagnostics.
1113
Des sondes ARN ont été également préparées à partir des petits (S) et moyens (M) segments génomiques
du virus Dugbe, et elles ont été utilisées pour démontrer que le sérogroupe MMN du genre Nairovirus était
plus étroitement apparenté au sérogroupe de la fièvre hémorragique Crimée-Congo qu’à n’importe quel
autre sérogroupe (22, 29). Ces sondes pourraient être employées comme outils diagnostics.
C. SPÉCIFICATIONS APPLICABLES AUX VACCINS ET AUX PRODUITS
BIOLOGIQUES À USAGE DIAGNOSTIQUE
•
Du fait de la nature sporadique des infections qu’il entraîne, aucun vaccin n’a été préparé contre le virus de la
Vallée Cache.
•
Le virus Akabane
Des épizooties importantes de la maladie d’Akabane n’ont été signalées qu’au Japon et en Australie, et à
intervalles irréguliers, mais la vaccination y est considérée comme utile pour éviter les avortements.
Des vaccins ont été produits au Japon et en Australie, et ils sont utilisés au niveau national.
Un vaccin à virus inactivé est utilisé au Japon pour immuniser les bovins et les caprins par voie intramusculaire. Il
s’agit d’un vaccin à virus inactivé par le formol et additionné d’un adjuvant à base de gel de phosphate
d’aluminium. Deux doses de 3 ml sont administrées à 4 semaines d’intervalle, et des rappels annuels sont
recommandés. Ce vaccin est sans danger pour les femelles gestantes. Lors d’essais sur le terrain 88 % des
animaux ont développé des titres élevés d’anticorps neutralisants après une première injection de vaccin, et
100 % après une seconde dose (21). De même, en Australie, un vaccin à virus inactivé a été préparé pour
utilisation par voie intramusculaire, à raison de 2 doses administrées à 4 semaines d’intervalle, juste avant la
reproduction.
Le virus Akabane a aussi été atténué au Japon, en vue d’une utilisation éventuelle comme vaccin. Des vaches
gestantes et des veaux ont été inoculés avec ce virus par voies sous-cutanée, intramusculaire et intracérébrale ;
On a observé ni leucopénie, ni virémie, ni hyperthermie mais une bonne production d’anticorps neutralisants. Un
virus vaccin vivant de la maladie d’Akabane, inoffensif pour les bovins, a été essayé chez les brebis. Durant cet
essai, quelques brebis ont présenté une virémie et le virus a été retrouvé dans les organes de plusieurs de leurs
fœtus. Bien qu’aucune anomalie fœtale n’ait été observée, ce vaccin n’a pas été considéré comme utilisable chez
les ovins.
•
Les recherches épidémiologiques ont montré que, lorsque l’enzootie de MMN est stabilisée, la maladie ne pose
plus de problèmes. La maladie résulte des mouvements d’animaux se déplaçant de zones indemnes de MMN
vers des zones d’enzootie, et elle peut donc être évitée lorsqu’on a identifié ces dernières. Les changements
écologiques qui permettent à la tique vectrice d’étendre son aire de répartition ont pour conséquence une
extension de ces zones d’enzootie.
Des vaccins expérimentaux ont été préparés pour faire face à ces situations. L’un de ces vaccins était un virus
atténué par 35 passages sur souris adultes, mais ces types de vaccin pouvant entraîner des réactions sévères
chez certaines races ovines, ils ne sont pas considérés comme assez sûrs pour que leur emploi puisse être
généralisé. Un vaccin du même genre a été développé à Entebe, en effectuant d’autres passages intracérébraux,
sur souris, mais il n’a été utilisé sur le terrain ni en Ouganda ni ailleurs.
Une souche de MMN, adaptée et propagée sur des cellules cultivées en tubes roulants, a produit des titres
élevés de virus. Après précipitation par le méthanol, inactivation et addition d’un adjuvant de l’immunité ce virus
s’est avéré bien protéger contre l’infection après 2 injections pratiquées à 14 jours d’intervalle. Aucun de ces
vaccins n’est produit en routine, car il y a eu peu de demandes d’utilisation sur le terrain (12, 14).
RÉFÉRENCES BILBIOGRAPHIQUES
1.
BLACKMORE C.G. & GRIMSTAD P.R. (1998). Cache Valley and Potosi viruses (Bunyaviridae) in white-tailed
deer (Odocoileus Virginianus) experimental infections and antibody prevalence in natural populations. Am. J.
Trop. Med. Hyg., 59, 704–709.
1114
2.
CALISHER C.H., FRANCY D.B., SMITH G.C., MUTH D.J., LAZUICK T.S., KARABASTOS N., JAKOB W.L. & MCLEAN R.J.
(1986). Distribution of Bunyamwera serogroup viruses in North America 1956–1984. Am. J. Trop. Med. Hyg.,
35, 429–443
3.
CHUNG S.I., LIVINGSTON C.W. JR, EDWARDS J.F., CRANDELL R.W., SHOPE R.E., SHELTON M.J. & COLLISSON E.W.
(1990). Evidence that Cache Valley virus induces congenital malformations in sheep. Vet. Microbiol., 21,
297–307.
4.
CHUNG S.I., LIVINGSTON C.W. JR, EDWARDS J.F., GAUGER B.B. & COLLISSON E.W. (1990). Congenital
malformations in sheep resulting from in utero inoculation of Cache Valley virus. Am. J. Vet. Res., 51, 1645–
1648.
5.
CLARKE D.H. & CASALS J. (1958). Techniques for haemagglutination and haemagglutination inhibition with
arthropod-borne viruses. Am. J. Trop. Med. Hyg., 7, 561–573.
6.
CRANDELL R.A., LIVINGSTON C.W. JR & SHELTON M.J. (1989). Laboratory investigation of a naturally occurring
outbreak of arthrogryposis-hydrancephaly in Texas sheep. J. Vet. Diagn. Invest., 1, 62–65.
7.
DA COSTA MENDES V.M. (1984) The isolation and importance of Simbu group viruses in South Africa. Thesis
for M. Med. Vet (Vir.) University of Pretoria, South Africa.
8.
DAVIES F.G. (1988). Nairobi sheep disease. In: The Ecology of Arboviruses, Vol. 3, Monath T.P., ed. CRC
Press, Boca Raton, Florida, USA, 191–203.
9.
DAVIES F.G. (1997). Nairobi sheep disease. Parasitologia, 39, 95–98.
10. DAVIES F.G., CASALS J., JESSETT D.M. & OCHIENG P. (1978). The serological relationships of Nairobi sheep
disease virus. J. Comp. Pathol., 88, 519–523.
11. DAVIES F.G., JESSETT D.M. & OTIENO S. (1976). The antibody response of sheep following infection with
Nairobi sheep disease virus. J. Comp. Pathol., 86, 497–502.
12. DAVIES F.G., MUNGAI J. & SHAW T. (1974). A Nairobi sheep disease vaccine. Vet. Rec., 94, 128.
13. DAVIES F.G., MUNGAI J. & TAYLOR M. (1977). The laboratory diagnosis of Nairobi sheep disease. Trop. Anim.
Health Prod., 9, 75–80.
14. DAVIES F.G., OTIENO S. & JESSETT D.M. (1977). The antibody response in sheep vaccinated with experimental
Nairobi sheep disease vaccines. Trop. Anim. Health Prod., 9, 181–183.
15. EDWARDS J.F., KARABASTOS N., COLLISSON E.W. & DE LZ CONCHA BER MEILLO A. (1997). Ovine fetal
malformations induced by in utero inoculation with Main Drain, San Angelo and La Crosse viruses. Am. J.
Trop. Med. Hyg., 56, 171–176.
16. HOLDEN P. & HESS A.D. (1959). Cache Valley Virus, a previously undescribed mosquito-borne agent.
Science, 130, 1187–1188.
17. GOTO Y., INABA Y., MIURA Y., KUROGI H., TAKAHSHI E., SATO K., OMORI T., HANAKI T., SAZAWA H. & MATUMOTO M.
(1978). Haemagglutination-inhibition test applied to the study of Akabane virus infection in domestic animals.
Vet. Microbiol., 3, 89–99.
18. KARABASTOS N. (ED.) (1985). International Catalogue of Arboviruses Including Certain Other Viruses of
Vertebrates, Third Edition. American Society for Tropical Medicine and Hygiene, San Antonio, Texas, USA.
19. KIRKLAND P.D., BARRY R.D., HARPER P.A.W. & ZELSKI R.Z. (1988). The development of Akabane virus induced
congenital abnormalities in cattle. Vet. Rec., 122, 582–586.
20. KUNO G., MITCHELL C.J., CHANG G.J. & SMITH E.C. (1996). Detecting Bunyaviruses of the Bunyamwera and
California serogroups by a PCR technique. J. Clin. Microbiol., 34, 1184–1188.
21. KUROGI H., INABA Y., TAKAHSHI E., SATO K., GOTO Y., SATODA K. & OMORI T. (1978). Development of inactivated
vaccine for Akabane disease. Natl Inst. Anim. Health Q., 18, 97–108.
1115
22. MARRIOTT A.C., WARD V.K., HIGGS S. & NUTTALL P.A. (1990). RNA probes detect neucleotide sequence
homology between members of two different nairovirus serogroups. Virus Res., 16, 77–81.
23. MEEGAN J.M., YEDLOUTSCHING R.J., PELEQ B.A., SHY J., PETERS C.J., WALKER J.C. & SHOPE R.E. (1987).
Enzyme-linked immunosorbent assay for detection of antibodies to RVF virus in ovine and bovine sera. Am.
J. Vet. Res., 48, 1138–1141.
24. MUNZ E., REIMANN M., FRITZ T. & MEIER K. (1984). An enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) for the
detection of antibodies to Nairobi sheep disease virus in comparison with an indirect immunofluorescent and
haemagglutination test II. Results observed with sera of experimentally infected rabbits and sheep and with
African sheep sera. Zentrabl. Veterinarmed. [B], 31, 537–549.
25. PARSONSON I.M., DELLA-PORTA A.J. & SNOWDON W.A. W.A. (1975). Congenital abnormalities in newborn
lambs after infection of pregnant sheep with Akabane virus. Infect. Immun., 15, 254–262.
26. SHEPHERD N.C., GEE C.D., JESSEP T., TIMMINS G., CARROLL S.N. & BONNER R.B. (1978). Congenital bovine
epizootic arthropgryposis and hydranencephaly. Aust. Vet. J., 54, 171–177.
27. SPARAGANO O.A., ALLSOPP M.T., MANK R.A., RIJPKEMA S.G., FIGUEROA J.V. & JONGEJAN F. (1999). Molecular
detection of pathogen DNA in ticks (Acari: Ixodidae): a review. Exp. Appl. Acarol., 23, 929–960.
28. UNGAR-WARON H., GLUCKMAN A. & TRAININ Z. (1989). ELISA test for the serodiagnosis of Akabane virus
infection cattle. Trop. Anim. Health Prod., 21, 205–210.
29. WARD V.K., MARRIOTT A.C., POLYZONI T., EL GHORR A.A., ANTONIADIS A. & NUTTALL P.A. (1992). Expression of
the nucleocapsid protein of Dugbe virus and antigenic cross-reactions with other nairoviruses. Virus Res.,
24, 223–229.
30. ZELLER H. & BOULOY M. (2000). Infections by viruses of the families Bunyaviridae and Filoviridae. Rev. sci.
tech. Off. int. Epiz., 19, 79–91.
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MALADIES ANIMALES A BUNYAVIRUS

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