maladie hémorragique du lapin

Transcription

CHAPITRE 2.8.3.
MALADIE HÉMORRAGIQUE DU LAPIN
RÉSUMÉ
La maladie hémorragique du lapin (RHD) est une maladie mortelle fortement contagieuse et aiguë
qui atteint le lapin européen (Oryctolagus cuniculus) et est provoquée par un calicivirus. Une
maladie semblable, dénommée syndrome du lièvre brun européen (EBHS), a été décrite chez les
lièvres (Lepus europaeus). L’agent étiologique est un calicivirus différent, mais antigéniquement
proche du virus de la RHD (RHDV). La RHD est caractérisée par une morbidité et une mortalité
élevées (40 à 90 %), et se propage très rapidement par transmission directe ou indirecte.
L’infection peut se produire par voie nasale, conjonctivale ou orale. La transmission de la RHD est
facilitée par la stabilité élevée du virus dans l’environnement. La période d’incubation varie de 1 à
3 jours, et la mort se produit habituellement en 12 à 36 h après le début de l’hyperthermie. Les
manifestations cliniques ont principalement été décrites pour l’infection aiguë (signes nerveux et
respiratoires, apathie et anorexie). Les lésions pathologiques sont spécifiques et évidentes, autant
macroscopiquement que microscopiquement. On constate une nécrose hépatique et une
coagulopathie intravasculaire disséminée (CIVD) massive dans tous les organes et les tissus. Les
lésions les plus importantes se retrouvent dans le foie, la trachée et les poumons. Des pétéchies
sont visibles dans presque tous les organes et sont accompagnées d’une diminution de la
coagulation sanguine.
Identification de l’agent pathogène : le foie contient les titres viraux les plus élevés et est
l’organe le plus approprié pour la mise en évidence du virus. Comme aucune condition de
croissance satisfaisante ou milieu de culture de cellules sensibles n’a pu être établie, l’isolement in
vitro ne peut être employé. Le test d’hémagglutination (HA) sur globules rouges humains du groupe
sanguin O a été le premier test utilisé pour le diagnostic de routine en laboratoire de la RHD.
Cependant
d’autres
tests
(immunomicroscopie
électronique
indirecte,
méthode
immuno-enzymatique (ELISA), marquage immunohistologique, amplification en chaîne par
polymérase (PCR) et Western Blot) ont montré des niveaux de sensibilité et de spécificité plus
élevés.
Épreuves sérologiques : la caractérisation et le titrage des anticorps spécifiques résultant de
l’infection normale ou de l’immunisation sont réalisés par inhibition de l’hémagglutination ou par
ELISA, indirect ou de compétition. Les réactifs suivants sont préparés : antigène à partir de foie de
lapin infecté, sérum anti-RHDV de lapins convalescents ou hyperimmunisés et sérum négatif de
lapins sensibles à l’infection par le RHDV. Plusieurs laboratoires ont produit des anticorps
monoclonaux (AcM). Quelques-uns ont produit un antigène recombinant, la protéine structurale
VP6O exprimée en système baculovirus, antigène qui peut être employé à des fins diagnostiques.
Spécifications applicables aux vaccins et aux produits biologiques à usage diagnostique : le
contrôle indirect de la maladie est réalisé par la vaccination, en utilisant un vaccin inactivé préparé
à partir de suspensions clarifiées de foie de lapins expérimentalement infectés, ensuite inactivées
ainsi qu’adjuvées. Les animaux vaccinés produisent rapidement une immunité complète contre
l’infection par le RHDV (et ceci dans les 5 à 10 jours). Les données expérimentales indiquent que la
protection vaccinale peut s’étendre sur une longue période (plus de 1 an).
A. INTRODUCTION
La maladie hémorragique du lapin (RHD) est une maladie mortelle fortement contagieuse et aiguë des lapins
européens sauvages et domestiques (Oryctolagus cuniculus).
Manuel terrestre de l’OIE 2005
1045
Chapitre 2.8.3. — Maladie hémorragique du lapin
La RHD a été rapportée pour la première fois en 1984 en République Populaire de Chine (19) ; actuellement elle
est enzootique en Asie de l’Est, en Europe et en Océanie. Des épizooties ont également été enregistrées en
Amérique Centrale (au Mexique et à Cuba), en Arabie Saoudite ainsi qu’en Afrique du Nord et de l’Ouest. En
2000 et 2001, 3 épizooties indépendantes ont été enregistrées aux États-Unis d’Amérique.
L’agent causal de la RHD est un calicivirus de 32 à 35 nm de diamètre et sa capside est constituée d’un
polypeptide unique (60 kDa), son génome est constitué d’un ARN de 7437 kb et un ARN sous-génomique de
2,2 kb (9, 20-22). La protéine de capside (VP60) du virus de la RHD (RHDV) se compose de 2 domaines distincts
liés par une région charnière : les résidus en positions 200-250 de la partie N-terminale constituent le domaine
intérieur et les résidus au-delà des positions 200-250, c’est-à-dire de la partie C-terminale, constituent le domaine
saillant. Dans l’image globale de la capside, ces domaines forment une couche interne et une couche externe,
cette dernière étant caractérisée par des structures en forme d’arche. Cette structure est également en
corrélation avec les caractéristiques antigéniques du RHDV ; en fait les déterminants antigéniques principaux
sont situés dans la partie C-terminale (4, 5, 23, 27).
Depuis 1991, un second type de particule virale a été identifié comme composant principal dans
approximativement 5 % des échantillons RHDV-positifs, c’est-à-dire pris sur des lapins présentant une évolution
longue de la maladie (8). Les caractéristiques de cette particule sont : i) une surface lisse et un diamètre plus petit
que le RHDV ; ii) sa protéine est de 28 à 30 kDa ; iii) elle réagit avec les sérums de lapins convalescents de la
RHD et avec des anticorps monoclonaux (AcM) anti-RHDV réagissant avec la partie N-terminale de la VP60 du
RHDV, et iv) elles est négative à l’hémagglutination (HA). Cette particule virale plus petite correspond à la coque
interne du RHDV, et 2 hypothèses ont été proposées pour expliquer son origine. Granzow et al (15) ont supposé
qu’elle résultait du génome tronqué du RHDV ou d’une expression défectueuse de son génome. Cependant,
Barbieri et al. (2) ont observé ce qui suit : i) une forte corrélation entre une présence plus grande de
particules lisses de RHDV (s-RHDV) dans les organes et l’apparition d’IgM spécifiques anti-RHDV au jour 3 ou
4 post-infection ; ii) la présence de grandes quantités de s-RHDV dans le foie et la rate seuls et pas dans la
circulation sanguine, comme cela se produit dans la phase de virémie de RHD aiguë ; iii) la découverte
de fragments de la VP60 ayant différentes masses moléculaires (41 à 30 kDa) durant la transition entre RHDV et
s-RHDV. De cela, ils concluent que la genèse de la particule est due au processus de dégradation qui est
probablement la conséquence du nettoyage physiologique des complexes immuns IgM-RHDV formés en grandes
quantités lors du début de la réponse humorale. Indépendamment de son origine, l’identification de cette
deuxième particule dans le foie peut être considérée comme un marqueur de la forme subaiguë/chronique de la
RHD, qui évolue habituellement entre les jours 4 et 8 post-infection et est suivie de la mort du lapin ou, moins
souvent, par son rétablissement (2).
Tous les isolats viraux connus de RHD semblent appartenir à un seul sérotype. La séquence complète de
souches de RHD d’origines géographiquement différentes a été publiée. Les comparaisons révèlent une
homologie assez proche en termes de séquence génomique avec peu ou pas de changements dans la
composition en acides aminés (différences variant de 2 à 5 %). Néanmoins des isolats qui montrent des
variations dépendant de la température de l’hémagglutination (3) ont été décrits, et plus récemment un variant
génétique et antigénique du RHDV a été décrit simultanément en Italie (4) et en Allemagne (23). Ce variant
RHDV, appelé RHDVa présente des changements en acides aminés 3 fois plus importants que dans les isolats
précédemment séquencés, ceci en surface de la région exposée E (aa 344-434) qui contient les épitopes
principaux des calicivirus. Un set d’anticorps donné qui protègent contre l’infection par le RHDV a été testé
négativement par réaction immuno-enzymatique (ELISA) contre un antigène du RHDVa. Cependant, des lapins
expérimentalement vaccinés avec le vaccin actuellement disponible contre le RHDV ont été protégés lors d’un
challenge avec le RHDVa, même si c’était avec une efficacité inférieure (4, 23).
Un autre virus, provisoirement appelé calicivirus du lapin (RCV) et lié au RHDV, a été identifié chez des lapins
sains (6, 7). Il est significativement différent des isolats précédemment caractérisés de RHDV en terme de
pouvoir pathogène, titrage viral, tropisme tissulaire et séquence primaire de la protéine structurale. Il est avirulent,
se réplique dans l’intestin à un bas titre et a une homologie génomique d’environ 92 % avec le RHDV. Les
résultats d’expériences de protection croisée indiqueraient que ce virus ne pourrait pas infecter les lièvres. En
outre les données antigéniques et les comparaisons de séquence ont démontré qu’il est plus proche du RHDV
que du virus du syndrome du lièvre brun européen (EBHSV).
Le RHDV est très stable et résistant dans l’environnement. L’infectiosité du virus n’est réduite ni par traitement au
chloroforme, ni par l’éther, ni par la trypsine, ni par exposition à pH3, ni par chauffage à 50°C pendant 1 h. Le
virus survit durant au moins 225 jours dans une suspension d’organe maintenue à 4°C, au moins 105 jours à
l’état déshydraté sur tissu à température ambiante, et au moins 2 jours à 60°C, autant en suspension d’organe
qu’à l’état déshydraté (24). Il garde également son infectiosité à des températures basses, et reste tout à fait
stable lors des processus de congélation/décongélation. Le RHDV est inactivé par l’hydroxyde de sodium à
10 %, par le formol à 1-1,4 % et par la béta-propiolactone à 4°C. De tels traitements n’altèrent pas
l’immunogénicité du virus.
1046
Le lapin européen (Oryctolagus cuniculus) est la seule espèce connue à être infectée par la RHD. Aucun autre
lagomorphe, tel le lapin du volcan du Mexique (Romerolagus diazzi), le lapin à queue noire (Lepus californicus) et
le lapin de garenne d’Amérique du Nord (Sylvilagus floridanus), ne s’est avéré sensible (16). Une maladie
semblable, nommée le syndrome du lièvre brun européen (EBHS), a été décrite chez les lièvres (Lepus
europaeus), mais son agent étiologique, qui est également un calicivirus, est différent du RHDV, bien qu’il lui soit
antigéniquement apparenté. L’alignement des séquences d’ARN des génomes du EBHS et du RHDV montre une
identité nucléotidique de 71 %, et l’alignement des acides aminés montre une identité de 78 % et une similitude
de 87 % (27). L’infection croisée expérimentale de lapins avec l’EBHS et de lièvres avec le RHDV ne se produit
pas (18). Des études récentes ayant tenté de démontrer la sensibilité du lapin à l’EBHSV ont indiqué une
prévalence diffuse du virus dans une population sauvage de lapins de garenne et la possibilité d’induire une
maladie clinique et une mortalité chez un petit nombre de ces lapins de garenne expérimentalement infectés
(Lavazza données non publiées).
La RHD est caractérisée par une morbidité élevée et un taux de mortalité qui se situe entre 40 et 90 %. L’infection
se produit chez les lapins de tout âge, mais la maladie clinique n’est seulement observée que chez les adultes et
les jeunes animaux de plus de 40 ou 50 jours. Le mécanisme pathogénique de résistance des jeunes animaux
est encore inconnu (8).
L’évolution clinique de la maladie peut être suraiguë, aiguë, subaiguë ou chronique. Les manifestations cliniques
ont été décrites principalement pour l’infection aiguë, puisque habituellement il n’existe aucun signe clinique dans
la forme suraiguë, et que la forme subaiguë est caractérisée par des signes similaires, mais plus légers. La
période d’incubation varie de 1 à 3 jours ; la mort peut survenir 12 à 36 h après le début de la fièvre (>40°C).
Pendant une épizootie, un nombre limité de lapins (5 à 10 %) pourra développer une forme chronique ou
subaiguë de la maladie. Ces animaux meurent souvent 1 à 2 semaines plus tard, probablement suite à une
dysfonction hépatique.
Les lésions pathologiques sont variables et peuvent être légères. Les lésions primaires sont de la nécrose
hépatique et de la splénomégalie. Cependant, une coagulopathie massive est généralement la cause
d’hémorragies dans toute une série d’organes et d’une mort soudaine. Dans la maladie subaiguë et la maladie
chronique, un ictère des oreilles, de la conjonctive et des muqueuses est clairement évident.
Les signes cliniques et les lésions macroscopiques et microscopiques observés chez les lièvres atteints de EBHS
sont très similaires à ceux décrits pour la RHD chez le lapin. À l’autopsie, les principales découvertes sont de
l’œdème et de la congestion de la trachée avec un contenu hémorragique spumeux, de la dégénérescence
hépatique, de la splénomégalie et un ictère généralisé (8). La maladie chez les lièvres dure légèrement plus
longtemps et cause un taux de mortalité un peu plus bas (autour des 50 %) que la RHD chez le lapin ; le pic de
mortalité chez des lièvres expérimentalement infectés est généralement observé entre 60 et 90 h post-infection.
B. TECHNIQUES DE DIAGNOSTIC
1.
Identification de l’agent pathogène
Le foie contient le titre viral le plus élevé (de 103 DL50 [dose létale 50 %] à 106,5 DL50) et est l’organe de choix pour
l’identification virale du RHDV comme du EBHSV. La quantité de virus présente dans d’autres parties du corps
est directement proportionnelle à la vascularisation ; ainsi la rate et le sérum sont assez riches en virus et
peuvent servir de matériel alternatif de diagnostic. En particulier, de plus hauts niveaux en particules sous-virales
peuvent être détectés dans la rate plutôt que dans le foie de certains animaux morts de la forme
subaiguë/chronique de la maladie (2). Le traitement initial de l’échantillon de diagnostic est presque identique
quelque soit la méthode de diagnostic à appliquer, à l’exception des techniques d’immunomarquage. Un fragment
d’organe est homogénéisé mécaniquement dans une solution physiologique tamponnée au phosphate à 5-20 %
(w/v) (PBS), pH 7,2, filtré à l’aide de gaze et clarifié par centrifugation à 5 000 g pendant 5 min. À cette étape, le
surnageant peut être directement examiné par un test d’hémagglutination (HA) ou par un ELISA. Si l’échantillon
doit être examiné au microscope électronique (EM), il est envisageable de réaliser une seconde centrifugation à
12 000 g pendant 15 min, avant l’ultracentrifugation finale.
Comme aucune condition de croissance satisfaisante ni de culture de cellules sensibles n’a pu être établie,
l’isolement in vitro du RHDV ou du EBHSV ne peut pas être inclus dans les méthodes virologiques. L’inoculation
de suspensions de tissus de lapins infectés ne permet pas de reproduire la maladie et aucune réplication du virus
n’a été détectée par la technique de la transcription inverse couplée à une réaction d'amplification en chaîne par
polymérase (RT-PCR) chez 28 espèces de vertébrés autres que le lapin (24). L’inoculation au lapin reste donc la
seule manière d’isoler, de propager et de titrer l’infectiosité du virus.
De grandes quantités d’antigènes viraux sont préparées pour les réactifs diagnostiques et pour produire des
vaccins inactivés dérivés de tissus. L’infection expérimentale n’est pas pratique comme méthode de diagnostic de
1047
routine, bien que cela puisse être utile dans le cas où des échantillons donneraient des résultats de tests
équivoques (exemple : HA négatif/ELISA positif) ou pour le diagnostic initial dans des pays où la RHD n’est pas
censée exister.
Pour faire des essais expérimentaux réussis, les lapins concernés doivent être entièrement sensibles au virus,
c’est-à-dire qu’ils devraient être âgés de 40 ou 50 jours et ne pas posséder d’anticorps spécifiques, même à bas
titre. La RHD peut être reproduite par utilisation de suspensions de foie filtrées et traitées aux antibiotiques,
inoculées soit par voie intramusculaire, soit par voie intraveineuse, soit per os. Quand la maladie est cliniquement
évidente, les signes et les lésions post mortem sont identiques à ceux décrits pour une infection naturelle. Une
augmentation de la température corporelle est enregistrée entre 18 et 24 h post-infection, suivie, aux alentours de
70 à 90 % des cas, de mort entre 24 et 72 h post-infection. Quelques individus peuvent survivre jusqu’à 6 jours
après l’infection. Les animaux qui surmontent la maladie montrent seulement une hyperthermie transitoire, de
l’abattement et de l’anorexie, mais présentent une forte séroconversion saisissante qui peut être facilement
détectée 4 à 6 jours après l’infection.
a)
Test d’hémagglutination
L’HA a été le premier test utilisé pour le diagnostic de laboratoire en routine de la RHD (19). Il devrait être
réalisé avec des globules rouges (GR) humains de groupe O, fraîchement collectés, stockés toute une nuit
dans de la solution d’Alsever, et lavés avec du PBS à 0,85 % et à pH 6,5 (gamme de 6-7,2). L’HA est moins
évidente voire inexistante lorsque des GRs d’autres espèces sont utilisés. Les GRs lavés sont suspendus
dans du PBS à 0,75 %. Une dilution 2x du surnageant clarifié d’un homogénat à 10 % de tissus de foie ou
de rate est incubé avec un volume égal de GRs lavés dans une plaque de microtitrage scellée à 4°C, de
préférence. Après 1 h (entre 20 min et 2 h) d’incubation, l’hémagglutination à une dilution > à 1/160 est
considérée comme positive. Des titres moins élevés pourraient être considérés comme douteux, et
devraient être vérifiés par d’autres méthodes. Aux alentours de 10 % des échantillons sont positifs par
ELISA ou microscopie électronique, mais donnent des résultats négatifs au test d’hémagglutination (HA faux
négatifs). Certains isolats de RHD peuvent montrer des différences dépendant de la température dans leurs
caractéristiques d’hémagglutination (3) et pourraient montrer une activité HA seulement lorsque le test est
réalisé à 4°C. Néanmoins les faux négatifs au HA sont principalement détectés dans les organes de lapins
montrant une forme subaiguë/chronique de la maladie et cela dépend des caractéristiques des particules
lisses, tronquées de RHDV.
Les organes de lièvres donnent rarement un titre significatif quand le protocole HA RHDV est utilisé. Pour
metttre en évidence une activité HA dans des organes provenant de lapins infectés par le EBHSV, une
procédure modifiée doit être adoptée : toutes les étapes sont effectuées à 4°C, la suspension d’organe est
traitée avec un volume égal de chloroforme, et les GRs ne sont pas utilisés à un pH plus élevé que 6,5 (8).
Même avec cette méthode, environ 50 % seulement des échantillons donnent un résultat positif, car cette
maladie est le plus souvent subaiguë ou chronique chez les lièvres et que le virus doit donc avoir les
caractéristiques antigéniques et structurales typiques des particules s-RHDV (8).
En raison de la difficulté pratique d’obtenir et de conserver des cellules sanguines humaines du groupe O,
ainsi que du risque de travailler avec ces cellules, et de la difficulté d’obtenir des résultats répétables, ce test
a été remplacé par la détection du virus par ELISA.
b)
Microscopie électronique
La microscopie électronique en coloration négative peut être réalisée par la méthode dite « méthode de la
goutte ». Une grille recouverte de formvar/carbone est placée sur une goutte de suspension d’organe
(préparée de la façon décrite dans la section B.1.a), et laissée pendant 5 min. Après avoir enlevé l’excès de
fluide avec le bord d’un morceau de papier filtre déchiré, la grille est laissée, flottant sur une goutte à 2 % de
phosphotungstate de sodium (NaPT), pH 6,8, pendant 1,5 min. L’excès de coloration est enlevé et la grille
peut être observée à un grossissement de 25 000.
Du fait de la faible sensibilité de la méthode de la goutte, il est envisageable de centrifuger l’échantillon dans
le but de concentrer les particules virales. Le culot obtenu après ultracentrifugation d’au moins 100 000 g
pendant 30 min ou, alternativement en utilisant une Beckman Airfuge à 21 psi durant 5 min est resuspendu
dans du PBS ou de l’eau distillée, déposé sur une grille pendant quelques minutes, et ensuite coloré tel que
décrit par avant. Les virions de RHD sont visibles sous forme de particules sans membrane, de 32 à 35 nm
de diamètre, présentant une structure interne (25 à 27 nm de diamètre), délimitée par un anneau duquel
radient 10 petites projections périphériques à distribution régulière. Les particules lisses (s-RHDV) sont
identifiées par la perte complète des portions externes, devenant parfaitement hexagonales et plus petites,
avec seulement l’anneau de la capside visible (2, 8, 14).
Dans le but de réaliser un diagnostic, notamment lorsque les autres méthodes donnent des résultats
douteux, la meilleure méthode microscopique est une technique immuno-électromicroscopique (IEM). Cette
méthode utilise soit un sérum hyperimmun anti-RHDV, obtenu de lapin ou d’autres espèces, soit des AcMs
1048
spécifiques, qui sont incubés avec un volume équivalent de l’échantillon pendant 1 h à 37°C avant
ultracentrifugation. La réaction immunologique induit l’agglutination des particules virales dans un agrégat
qui est rapidement et aisément identifié à l’EM. Les méthodes immunologiques utilisant l’or sont également
appliquées pour mieux visualiser les virions et les protéines virales.
L’EBHSV peut aussi être identifié dans des échantillons diagnostiques par examen en EM. En outre, la
méthode IEM utilisant du sérum convalescent anti-EBHSV ou des AcMs spécifiques anti-EBHS peut être
appliquée pour identifier l’EBHSV. En utilisant des antisérums spécifiques pour l’EBHSV et le RHDV, il est
possible de différencier les 2 virus.
c)
Méthodes immuno-enzymatiques
La détection de virus par un ELISA se fonde sur une technique de type « sandwich » et beaucoup de
techniques dérivées ont été décrites. Une procédure utilise les réactifs, solutions, temps et température qui
sont employées dans l’ELISA de compétition (c-ELISA) pour la sérologie (voir section B.2.b.), excepté que
la concentration en Tween 20 est 2 fois plus importante (0,1 % [v/v]). La microplaque utilisée doit avoir de
bonnes capacités d’absorption (par exemple Nunc Maxisorp immunoplate). L’homogénat de foie est
resuspendu à 10 % (w/v) dans du PBS standard ; 50 µl est le volume standard à utiliser à chaque étape. Le
tampon d’ELISA utilisé pour toutes les étapes est du PBS avec 1 % d’extrait de levure (ou l’albumine
sérique bovine [BSA]), et du Tween 20 0,1 %, pH 7,4. Toutes les étapes d’incubation durent de 50 à 60 min
à 37°C en agitation douce. Après toutes ces étapes, 3 lavages de 3 à 5 min doivent être réalisés en
employant du PBS avec du Tween 20 0,1 %. Des homogénats de foie de lapin positif et négatif pour la RHD
doivent être utilisés comme témoins. La peroxydase de raifort (HRPO) peut être couplée à des IgG purifiées
d’un sérum polyclonal ou à des AcMs (voir section B.2.b.). Les AcMs anti-RHDV ont été produits dans
plusieurs laboratoires et peuvent être utilisés à la place de sérums polyclonaux. Plus récemment, des AcMs
reconnaissant des épitopes spécifiques exprimés seulement par le variant RHDVa ont été également
produits (Capucci, données personnelles).
Pour mieux caractériser l’antigénicité des isolats de RHD par un ELISA sandwich, il est envisageable de
tester chaque échantillon 4 fois, et d’utiliser 4 conjugués HRPO différents, par exemple 2 AcMs
reconnaissant le même déterminant antigénique présent à la surface du virus et exprimé soit par la souche
classique soit par le variant RHDVa, un sérum hyperimmun anti-RHDV polyclonal (qui pourrait identifier des
« nouveaux variants potentiels » ou des virus apparentés, comme le EBHSV) et un pool d’AcMs
reconnaissant des épitopes internes qui peut détecter les particules s-RHDV lisses, dégradées telles que le
EBHSV. Un ELISA de capture d’antigène alternatif utilisant des anticorps anti-RHDV de moutons comme
anticorps de capture et un AcM pour la détection du RHDV a été décrit (11).
•
Protocole (exemple)
Pour les étapes qui ne sont pas indiquées spécifiquement, voir la procédure du c-ELISA pour la sérologie
(section B.2.b.).
i)
Recouvrir la plaque avec un sérum hyperimmun anti-RHDV et un sérum RHDV négatif, le dernier
servant de témoin vis-à-vis de réactions non spécifiques (échantillons faux positifs). Pour chaque
échantillon, 4 puits doivent être sensibilisés avec le sérum positif et 4 puits avec le négatif.
ii)
Diluer l’extrait de foie au 1/5 et au 1/30 (2 répliques pour chaque dilution) dans le tampon d’ELISA (voir
ci-dessus), directement dans les puits de la plaque (par exemple ajouter 45 µl du tampon dans tous les
puits de la plaque, ajouter 10 µl de l’échantillon dans les 2 premiers puits et ensuite, après
basculement, transférer 9 µl dans le second puits). Traiter les témoins, aussi bien le positif que le
négatif, de la même façon que les échantillons.
iii)
Après incubation et lavage (voir ci-dessus), incuber avec le conjugué HRPO.
iv)
Après une dernière série de lavages, ajouter le substrat chromogénique. L’orthophénylènediamine
(OPD) doit être utilisée comme substrat de la peroxydase pour le développement final de la réaction.
Employer du tampon 0,15 M de citrate phosphate, pH 5,0, avec 0,5 mg/ml d’OPD et 0,02 % de
H2O2. La réaction est arrêtée après 5 min par addition de 50 µl de H2SO4 1 M.
v)
L’absorbance est lue à 492 nm. Les échantillons positifs sont ceux montrant une différence > 3 dans
l’absorbance, entre les puits recouverts avec du sérum RHDV-positif et ceux recouverts avec du sérum
négatif. Habituellement, à la dilution 1/30, les échantillons positifs récoltés de lapins présentant la
forme classique aiguë de la RHD donnent une valeur d’absorbance > 0,8, tandis que la valeur des
échantillons négatifs, à la dilution 1/5, varie de 0,1 à 0,25.
Pour le diagnostic de l’EBHSV, il est possible d’utiliser cet ELISA sandwich RHDV-spécifique, mais, du fait
de la forte différence antigénique existant entre les 2 virus, il y a un risque d’obtenir des résultats faux
négatifs. De plus, l’adoption d’une technique d’ELISA sandwich spécifique à l’EBHSV utilisant autant un
1049
sérum de lièvre anti-EBHSV positif à haut titre, ou réagissant avec des AcMs RHDV (5, 8), ou des AcMs
EBHSV spécifiques, à la place de sérum de lapin, est fortement recommandée (8).
d)
Immunomarquage
Des tissus fixés dans du formol tamponné à 10 % et incorporés dans de la paraffine peuvent être
immunomarqués en utilisant une méthode avec de la peroxydase à complexe avidine-biotine (ABC). Les
coupes sont d’abord déparaffinées dans du xylène et de l’alcool, contre-marquées avec de l’hématoxyline
pendant 1 min et rincée avec de l’eau du robinet. Elles sont ensuite mises dans un bain de méthanol
contenant de l’H2O2 3 % et lavées avec du PBS, 3 fois, pendant 5 min à chaque lavage. Pour limiter le bruit
de fond dû aux liaisons non spécifiques des anticorps, les échantillons sont incubés avec du sérum normal
de lapin pendant 1 h à température ambiante avant addition de biotine. Les coupes sont incubées toute la
nuit dans une chambre humide à température ambiante avec du sérum biotinylé anti-RHDV de lapin ou des
AcMs, puis sont lavées comme décrit auparavant et incubées encore pendant 30 min à 37°C avec une
peroxydase ABC. Les coupes sont ensuite lavées 3 fois. De l’amino-éthyl-carbazole est utilisé comme
substrat. Enfin, les coupes sont rincées à l’eau du robinet et montées (25).
Un intense marquage des noyaux et un marquage cytoplasmique diffus des cellules nécrotiques du foie,
principalement dans les régions périportales, sont caractéristiques et spécifiques. Un marquage positif des
macrophages et des cellules de Kupffer est aussi observé, tout comme des réactions hépatocellulaires. Des
réactions positives sont aussi détectées dans les macrophages des poumons, de la rate et des nœuds
lymphatiques, ainsi que dans les cellules rénales mésangiales (25).
Des cryosections de tissus fixées dans du méthanol peuvent être directement immunomarquées par
incubation pendant 1 h avec du sérum anti-RHDV de lapin conjugué à la fluorescéine ou des AcMs. De la
fluorescence spécifique peu être détectée dans le foie, la rate et les glomérules rénaux.
e)
Épreuve Western Blot
Lorsque les autres tests tels que l’HA ou l’ELISA donnent des résultats douteux (faible positivité) ou que les
échantillons sont suspectés contenir des particules s-RHDV, l’analyse par une épreuve de Western Blot est
utile pour poser le diagnostic final.
Les échantillons sont préparés comme décrit précédemment, et sont par la suite traités de manière à
concentrer les particules virales (10 fois) par ultracentrifugation (100 000 g pendant 90 min) à travers un
coussin de sucrose à 20 % (w/w).
Le surnageant ainsi que le culot peuvent être examinés pour détecter, respectivement, la sous-unité 6S du
RHDV (5) et la protéine structurale VP60 dénaturée du RHDV ou un de ses fragments de protéolyse, dont la
taille peut varier de 50 à 28 kDa. Un échantillon témoin positif et un négatif devraient être systématiquement
utilisés.
Les protéines peuvent être mises en évidence avec des anticorps polyclonaux ou des AcMs. Si des AcMs
sont utilisés, ils pourraient reconnaître des épitopes continus. Les AcMs spécifiques identifiant un épitope
interne ou caché pourraient être également utilisés pour détecter l’EBHSV. Un sérum hyperimmun
anti-RHDV de lapin est moins efficace que des AcMs afin de reconnaître le même modèle de bande (6).
Les protéines sont dénaturées durant 2 min à 100°C en présence de Tris 60 mM, pH 6,8, de sodium
dodécyl sulfate (SDS) 2 %, de béta-mercapto-éthanol 2 %, et de glycérol 5 %, séparées sur du SDS/PAGE
10 % (gel d’électrophorèse en polyacrylamide), et ensuite transférées par électroblotting à des membranes
de nitrocellulose ou de PVDF (fluorure de polyvinylidène), dans du Tris 25 mM, de la glycine 192 mM
pH 8,3 et du méthanol 20 % (v/v) à 1,5 A pendant 1 h avec refroidissement ou à 0,15 A toute la nuit. Après
le transfert, les membranes sont saturées pendant 30 à 60 min avec de l’albumine sérique bovine (BSA)
2 %, dissoute dans du tampon phosphate, pH 7,4, et incubées pendant 2 h à température ambiante avec le
sérum approprié dilué dans du tampon phosphate, pH 7,4, et de la BSA 1 %. Les filtres sont lavés
complètement avec du PBS et sont incubés pendant 1 h avec des immunoglobulines anti-espèce marquées
à la phosphatase alcaline à une dilution prédéterminée par titrage. Finalement, les filtres sont encore lavés
et le substrat chromogène (5-bromo-4-chloro-3-indolylphosphate nitro blue tétrazolium) est ajouté.
Les échantillons positifs et le témoin positif produiront un modèle identique à celui des protéines de
poids moléculaire, respectivement de 60 kDa (la protéine structurale simple de RHDV) ou 41 à 28 kDa
(le fragment de la VP60 associé à la transition de RHDV vers s-RHDV), lorsque l’on examine le culot et
6 kDa (sous-unité) lorsque l’on examine le surnageant.
L’analyse par Western Blot peut aussi être utilisée pour identifier l’EBHSV. Le protocole du test est
identique. Le modèle de bandes protéiques, détectées en employant un sérum polyclonal anti-EBHSV ou
1050
des AcMs anti-RHDV croisant, est similaire. Cependant, le pourcentage d’échantillons montrant de la
dégradation virale est plus grand et donc des fragments de poids moléculaire inférieur, provenant de la
protéine structurale VP60, sont souvent observés.
f)
Méthodes de reconnaissance des acides nucléiques
L’application de la RT-PCR pour la détection d’acides nucléiques RHDV-spécifiques a été décrite par
plusieurs auteurs (14, 17). Cette méthode est appliquée sur des échantillons d’organes, d’urine, de fèces et
de sérum en utilisant différentes amorces oligonucléotidiques dérivées de la région génomique codant la
capside (région N-terminale). L’ADNc obtenu de la réaction de RT est habituellement amplifié comme décrit
par Baginski et al. (1). Pour révéler le produit de PCR, le milieu de réaction d’amplification d’ADN est chargé
sur un gel d’agarose pour électrophorèse. Si besoin, la spécificité du produit de PCR peut être déterminée
par séquençage ou par transfert du gel d’agarose à un filtre en nylon qui peut être finalement hybridé avec
des sondes marquées plus internes, et examiné par autoradiographie.
Une méthode similaire de RT-PCR a été utilisée pour identifier un RCV non pathogène (4). Plusieurs
amorces, spécifiques pour le gène de la polymérase du RHDV et complémentaires à des gènes de la
protéine VP60 et de l’ORF2, sont utilisées et les fragments amplifiés sont analysables par Southern Blot.
La RT-PCR semble être une méthode extrêmement sensible pour la détection du RHDV, et est 104 fois plus
sensible que l’ELISA (17). Elle n’est pas strictement nécessaire pour le diagnostic de routine mais est plus
appropriée pour les études d’épidémiologie moléculaire, pour étudier les stades les plus précoces de
l’infection et la pathogénie du RHDV et pour détecter les virions chez les jeunes animaux (< 40 jours), chez
des hôtes non spécifiques (autres vertébrés) et chez des vecteurs (moustiques et mouches).
Une technique d’hybridation in situ utilisant autant des sondes ADN sens et antisens a été développée pour
rechercher la présence de RHDV dans des échantillons de tissus (13). Cette méthode est très sensible et
peut être utilisée pour le diagnostic précoce de RHD puisqu’il donne des résultats positifs dès 6 à 8 h après
l’infection. Cependant, elle est coûteuse et difficile à effectuer, et est donc principalement indiquée pour les
études de recherche.
2.
Épreuves sérologiques
L’infection par le RHDV peut être diagnostiquée par une détection de la réponse spécifique en anticorps. La
réponse humorale ayant une grande importance dans la protection de l’animal face à la RHD, la détermination du
titre en anticorps spécifiques après vaccination ou chez les animaux convalescents est prédictive de la capacité
d’un lapin à résister à l’infection par le RHDV. Des données épidémiologiques suggèrent l’existence d’une souche
« apathogène » antigéniquement proche du RHDV. En fait, la présence d’anticorps « naturellement acquis » qui
confèrent une protection complète contre une infection par un RHDV virulent a été observée dans des colonies
où aucune épizootie n’avait été rapportée ou de vaccination réalisée (24). L’existence de calicivirus non
pathogènes fournit une explication probable aux anomalies précoces trouvées au cours d’études sérologiques
chez les populations de lapins dans les pays européens aussi bien qu’en Australie et en Nouvelle-Zélande.
Trois techniques de base sont appliquées pour le diagnostic sérologique du RHDV : l’inhibition
d’hémagglutination (IH) (19), l’ELISA indirect (I-ELISA) et le c-ELISA (8). Chacune de ces méthodes a des
avantages et des inconvénients. En tenant compte de la disponibilité en réactifs et de la complexité technique
pour effectuer ces tests, l’IH est la méthode la plus commode, suivie par le I-ELISA et le c-ELISA,
respectivement. D’un autre coté, les 2 ELISA sont plus rapides et plus faciles que l’HI, particulièrement lorsqu’un
grand nombre d’échantillons sont testés. La spécificité du c-ELISA est nettement plus grande que celle atteinte
avec les 2 autres méthodes (8). Pour une meilleure interprétation sérologique et un meilleur classement du statut
immunologique des lapins, une combinaison de techniques ELISA distinguant les réponses en anticorps IgA, IgM,
et IgG est également disponible. Une méthode alternative c-ELISA a été décrite (10).
a)
Inhibition de l’hémagglutination
Antigène : l’antigène est préparé en utilisant des foies de lapins infectés prélevés rapidement après leur
mort. Le foie est homogénéisé dans du PBS 10 % (w/v), pH 6,4, et clarifié par 2 centrifugations
consécutives à faible vitesse (500 g pendant 20 min et 6 000 g pendant 30 min). Le surnageant, prélevé des
tubes de telle sorte à éviter la couche superficielle des lipides, est filtré à travers une membrane à pores de
0,22 µm, titré par HA, et enfin réparti en aliquots, qui sont stockés à –70°C.
Échantillons de sérum : avant d’être testés, les sérums sont inactivés par incubation à 56°C pendant 30 min.
Les sérums sont ensuite traités avec du kaolin 25 % (dilution finale du sérum : 1/10) à 25°C pendant 20 min
et centrifugés. Ceci est suivi par un second traitement au kaolin, également à 25°C pendant 20 min, cette
fois avec un volume de 1/10 de GR humains de groupe O agglutinés à 50 %. Ceux-ci sont collectés frais,
gardés toute une nuit dans de la solution d’Alsever et lavés dans du PBS 0,85 %, pH 6,5. Les sérums sont
clarifiés par centrifugation.
1051
•
Protocole
i)
Placer 50 µl de sérum dans le premier puits d’une plaque de microtitrage et faire des dilutions doubles
dans les puits 2 à 8 en utilisant du PBS et de la BSA 0,05 %.
ii)
Ajouter 25 µl d’antigène RHDV contenant 8 unités HA à chaque puits et incuber la plaque à
25°C pendant 30 à 60 min.
iii)
Ajouter 25 µl de globules rouges de groupe O à une concentration de 2 à 3 % à chaque puits et
laisser reposer à 25°C pendant 30 à 60 min.
iv)
Titrer l’antigène avec chaque test pour vérifier que 8 HA/25 µl ont été utilisés et inclure des sérums
témoins positif et négatif.
Le titre du sérum est la dernière dilution montrant une inhibition de HA. Le seuil positif des titres sériques est
corrélé au titre des sérums témoins négatifs ; cela varie habituellement de 1/20 à 1/80.
En raison de la difficulté pratique d’obtenir et de conserver des globules rouges humains de groupe O et le
risque de travailler avec ceux-ci et du fait de la difficulté d’obtenir des résultats confirmés, ce test tend à être
remplacé par un ELISA.
b)
ELISA de compétition
Antigène : une souche standard internationale n’est pas encore disponible ; néanmoins, comme un seul
sérotype a été identifié jusqu’ici à travers le monde, des résultats fiables peuvent être obtenus par différents
laboratoires utilisant chacun son propre virus standard. Même les anticorps induits par les variants identifiés
de RHDV sont reconnus par la méthode standard décrite ici. De plus, le test peut aussi facilement détecter
les anticorps venant d’une infection de lapins avec le RCV non pathogène, du fait de sa haute corrélation
génétique avec le RHDV (6, 7).
L’antigène peut être préparé comme décrit auparavant pour l’IH (section B.2.a.), en prenant comme
précaution de le conserver à –20°C dans du glycérol à 50 % (v/v) pour éviter le gel. Si nécessaire, le virus
peut être inactivé avant l’addition de glycérol, en utilisant de l’éthylènimine binaire (BEI) à 33°C pendant
24 h. L’antigène peut être prétitré par ELISA et après être utilisé comme agent limitant : par
exemple la dilution correspondant 60 à 70 % de la taille plateau (valeur d’absorbance à 492 nm dans la
gamme 1,1–1,3).
Sérum anti-RHDV : des sérums spécifiques polyclonaux ayant de hauts titres anti-RHDV peuvent être
obtenus de différentes manières. 2 voies actuellement utilisées sont décrites ci-dessous :
i)
des lapins sont infectés avec un extrait à 10 % de foie RHDV-positif dilué au 1/100 dans du PBS pour
obtenir des sérums de convalescence (21 à 25 jours) contenant un haut niveau d’IgG anti-RHDV.
Comme le taux de mortalité lié au RHDV est haut, il est nécessaire d’infecter au moins 10 à 15 lapins
séronégatifs ou d’infecter des lapins qui ne sont que partiellement protégés (par exemple 4 à 8 lapins
infectés dans les 3 à 7 jours post-vaccination. Une prise de sang doit être réalisée sur les lapins qui
survivent à l’infection 21 à 25 jours post-infection et une autre 10 à 15 jours plus tard pour obtenir des
sérums hyperimmuns contre le RHDV.
ii)
le RHDV est purifié à partir des foies des lapins infectés expérimentalement qui meurent d’une forme
aiguë de la maladie (entre 28 et 40 h après l’infection), en utilisant une des méthodes qui ont été
publiées (5, 8, 9, 20, 22). Après, le RHDV purifié peut être utilisé pour immuniser des moutons ou des
chèvres en accord avec des protocoles classiques utilisant un adjuvant huileux. La même procédure
peut aussi être utilisée pour inoculer des lapins si le virus purifié est inactivé avant l’inoculation.
Les AcMs anti-RHDV pourraient être utilisés à la place du sérum polyclonal. La purification d’IgG de lapin et
leur conjugaison à l’HRPO peuvent être réalisées suivant les protocoles standards. L’anticorps conjugué est
titré par un ELISA sandwich en présence ou en absence d’antigène de RHDV (foie de lapin négatif). Il est
ensuite utilisé à la plus haute dilution montrant un maximum (haut plateau) d’absorbance (si le sérum avait
un bon titre anti-RHDV, la valeur du conjugué HRPO devrait se situer entre 1/1 000 et 1/3 000).
Sérums témoins : le sérum négatif est prélevé sur lapins entièrement sensibles à l’infection par le RHDV. Le
sérum positif est soit un sérum convalescent dilué au 1/100 dans un sérum négatif ou un sérum récolté sur
un animal vacciné.
1052
•
Protocole (exemple)
i)
Le sérum de lapin anti-RHDV dilué à un titre prédéterminé, par exemple 1/5 000 dans du tampon
carbonate/bicarbonate 0,1 M, pH 9,6, est adsorbé sur une microplaque ELISA de haute capacité
d’adsorption (par exemple une immunoplaque Nunc Maxisorb) à 4°C toute une nuit ;
ii)
Laver la plaque 3 fois pendant 3 à 5 min chaque fois dans du PBS pH 7,4, avec du Tween 80 à 0,05 %
(PBST). Lorsque les plaques ne sont pas utilisées immédiatement, elles peuvent être conservées,
fermées dans un sac en plastique, pendant au moins 3 mois à –20°C ;
iii)
Distribuer 25 µl de PBST avec 1 % d’extrait de levure (PBSTY) ou 1 % de BSA (PBST-BSA) dans
chaque puits nécessaire de la plaque (voir ci-dessous). Ajouter 7 µl du premier échantillon de sérum
aux 2 premiers puits (A1 et B1), 7 µl du second sérum aux 2 seconds puits (C1 et D1), et continuer
e
e
avec le 3 (E1 et F1) et le 4 (G1 et H1) sérum, et compléter ainsi la première colonne. Si des données
qualitatives sont nécessaires (positives /négatives), répéter l’opération dans la seconde colonne avec
les échantillons de sérum de 5 à 8, et dans la 3e colonne avec les échantillons de 9 à 12, et ainsi de
suite. Si le titre du sérum nécessite d’être déterminé, ce sérum peut être dilué par la suite. Agiter la
plaque, et utiliser une micropipette à 8 voies pour transférer 7 µl des puits de la colonne 1 vers les
puits de la colonne 2. Cela correspond à une dilution 4 fois du sérum. Cette dernière opération peut
être répétée 1 fois (titre 1/160), 2 fois (titre 1/640) ; ou 4 fois (titre 1/10,240). Même dans le cas de
testage de sérum pour des données qualitatives (une seule dilution), ou pour obtenir un titre final
(plusieurs dilutions), compléter les 12 puits restants libres de chaque plaque avec les sérums témoins.
Ajouter 7 µl de sérums positifs aux puits G6 et H6, et 7 µl de sérums négatifs aux puits G9 et
H9, ensuite les diluer 1 ou 2 fois (1/40 à 1/160) ;
iv)
Ajouter 25 µl par puits d’antigène suspendu dans du PBSTY à tous les puits de la plaque, à une
dilution double de la dilution décidée, comme décrit dans la section « antigène » (voir la première
partie de la description de la méthode ELISA) ;
v)
Incuber la plaque à 37°C sur une plateforme oscillante pendant 50 min ;
vi)
Laver la plaque comme décrit dans l’étape ii) ;
vii)
Ajouter 50 µl par puits d’IgG anti-RHDV de lapins conjugués avec l'HRPO à la dilution décidée, comme
décrit ci-dessus dans la section « sérum anti-RHDV » (voir la première partie de la description de ce
test ELISA) ;
viii) Incuber la plaque à 37°C sur une plateforme oscillante pendant 50 min, et laver comme décrit à l’étape
ii) en ajoutant un quatrième lavage de 3 min ;
ix)
Utiliser 50 µl par puits d’OPD comme donneur d’hydrogène dans les conditions suivantes : 0,5 mg/ml
d’OPD dans 0,1 M de tampon phosphate/citrate, pH 5, et 0,02 % de H2O2. Arrêter la réaction après
5 min par addition de 50 µl par puits de H2SO4 1 M ;
x)
Lire la plaque avec un spectrophotomètre en utilisant un filtre de 492 nm.
Le titre du sérum correspond à la dilution donnant une valeur d’absorbance égale à 50 % (±10) de la valeur
pour le sérum négatif à la dilution 1/160 (valeur de référence).
Le sérum est considéré comme négatif lorsque la valeur d’absorbance de la première dilution (1/10) diminue
d’au moins 20 % par rapport à la valeur de référence, tandis qu’il est considéré positif lorsque la valeur
d’absorbance diminue d’au moins 30 % ou plus. Lorsque la valeur d’absorbance de la dilution 1/10 diminue
entre 20 % et 30 % de la valeur de référence, le sérum est considéré comme douteux. Un large éventail de
titres peut être détecté, et ceci selon la provenance de l’échantillon. Les sérums positifs varient de 1/640 à
1/(10,240) chez les lapins convalescents, de 1/80 à 1/640 chez les lapins vaccinés et de 1/10 à 1/160 en
cas d’infection non pathogène. La connaissance de l’origine des échantillons laisse le choix de réaliser le
test sur une ou plusieurs dilutions. Tester seulement la première dilution donne un résultat positif ou négatif.
Le titre est établi en testant toutes les dilutions, jusqu’à la sixième.
En raison des différences antigéniques significatives existant entre le RHDV et le EBHSV (8, 27), les
techniques sérologiques décrites ci-dessus, qui utilisent le RHDV comme antigène, ne sont pas
recommandées pour le diagnostic sérologique de l’EBHS. Malgré cela, une méthode ELISA directe pourrait
être employée pour la détection des sérums de lièvres positifs et négatifs pour l’EBHSV ; en fait, l’adsorption
du RHDV dans la phase solide d’une plaque d’ELISA expose à des réactions antigéniques croisées.
Alternativement, un c-ELISA spécifique pour l’EBHSV peut être développé de manière similaire, en utilisant
des réactifs spécifiques (antigènes et antisérums) préparés comme décrit ci-dessus pour le RHDV.
c)
ELISA d’isotypes (iso-ELISAs)
Ces ELISAs permettent la détection et le titrage des isotypes IgA, IgM et IgG (7). Le titre des isotypes est
critique pour l’interprétation en sérologie de terrain dans 4 domaines courants : les anticorps croisants, la
1053
résistance des jeunes lapins, les anticorps maternels, les anticorps chez des lapins précédemment
infectés (12).
Pour détecter les IgG RHDV-spécifiques, un AcM RHDV-spécifique est adsorbé sur une plaque Maxisorp à
une concentration de 2 µg/ml par une méthode décrite plus haut pour le sérum polyclonal dans le c-ELISA
(voir section B.2.b., étape de procédure de test i). Le virus est ajouté aux plaques à une concentration
double de celle utilisée dans le c-ELISA et après incubation et lavage, les sérums sont ajoutés et dilués en
série 4 fois en partant de la dilution 1/40. Un AcM IgG anti-lapin conjugué HRPO est utilisé pour détecter
des IgG liées au virus. L’étape finale pour les iso-ELISAs pour IgG, IgM et IgA est l’addition d’OPD et de
H2SO4 comme pour le c-ELISA. Pour détecter les isotypes IgM et IgA, les phases de la réaction de l’ELISA
sont inversées de façon à éviter la compétition avec les IgG, qui est habituellement l’isotype prédominant.
L’AcM IgG anti-lapin ou l’IgA anti-lapin est adsorbé aux puits et ensuite les sérums sont dilués comme décrit
plus haut. L’incubation avec l’antigène suit et l’AcM HRPO-conjugué est ensuite utilisé pour détecter le
RHDV lié aux plaques. Les sérums sont considérés être positifs si la valeur d’OD492 (densité optique) à la
dilution 1/40 est plus importante de 0,2 unités de DO (2 déviations standard) que la valeur du sérum témoin
négatif. Le titre de chaque sérum est pris comme la dernière dilution donnant une valeur positive. Etant
donné que les tests iso-ELISA ne suivent pas une méthodologie identique, des titres équivalents
n’impliquent pas que les isotypes soient présents en quantités identiques.
C. SPÉCIFICATIONS APPLICABLES AUX VACCINS ET AUX PRODUITS
BIOLOGIQUES À USAGE DIAGNOSTIQUE
Dans tous les pays où la RHD est enzootique, le contrôle indirect de la maladie est réalisé par la vaccination en
employant le type approprié de vaccin – un vaccin qui est préparé à partir d’une suspension clarifiée de foie de
lapins expérimentalement infectés, et qui est par la suite inactivée et adjuvée. Les méthodes d’inactivation
(formol, béta-proprionolactone et autres substances) et les adjuvants utilisés (huile minérale incomplète ou
hydroxyde d’aluminium), peuvent varier suivant le protocole utilisé par les différents producteurs.
Dans les 10 dernières années, plusieurs études ont été effectuées pour faire exprimer la protéine de capside du
RHDV par Escherichia coli, par le virus de la vaccine, et par un virus de la myxomatose atténué (MV). Malgré
cela, il a été démontré par différents auteurs qu’une protéine de capside recombinante, VP60, exprimée dans le
système d’expression baculovirus/cellules Sf9, s’assemblait avec d’autres pour former des virus-like particles
(VLPs) qui sont structurellement et antigéniquement identiques aux virions de la RHD. Alors que la protéine de
fusion exprimée en E. coli est hautement insoluble et faiblement immunogène, une immunisation active peut être
réalisée avec des VLPs obtenues dans le système baculovirus en utilisant un vaccin recombinant, le MV et un
canarypox, administré soit par voie orale soit par voie intramusculaire. En particulier, des lapins vaccinés avec un
MV recombinant exprimant la protéine de capside du RHDV ont été protégés contre la maladie hémorragique
mortelle et des épreuves virulentes avec le MV. Le virus recombinant résultant était aussi capable de se propager
par voie horizontale et d’induire une protection en cas de contact des animaux, et donc de fournir une opportunité
de protéger une population de lapins sauvages (26). Pareillement, l’immunogénicité de VLPs administrées
oralement comme alternative à l’immunisation parentérale offre une voie économique et pratique pour administrer
un vaccin pour l’immunisation de masse d’animaux sauvages.
Plus récemment, la protéine structurale VP60 a été exprimée en plante transgénique, soit avec un nouveau
vecteur basé sur le poxvirus de la prune (PPV-NK), soit par des plantes de pommes de terre sous le contrôle du
promoteur 35S du virus de la mosaïque du chou-fleur ou d’un promoteur 35S modifié. Dans les 2 cas,
l’immunisation de lapins avec des extraits de plantes de Nicotiana clavelandii infectées avec des chimères
PPV-NK VP60 ainsi qu’avec des extraits de feuilles de pommes de terre portant ce promoteur 35S modifié,
respectivement, induisait une réponse immune efficace qui protégeait les animaux contre une épreuve létale avec
le RHDV.
Cependant, à l’heure actuelle, des vaccins recombinants ne sont pas encore enregistrés ni disponibles dans le
commerce.
En France, un vaccin (Dercunimix®, Mérial) a récemment été enregistré et commercialisé, celui-ci est une
combinaison d’un vaccin traditionnel de RHD inactivé dérivé de foie et un vaccin de virus de la myxomatose
vivant atténué.
Le programme habituel est d’administrer le virus inactivé 2 fois à intervalle de minimum 2 semaines.
Normalement, une dose de 1 ml est inoculée par voie sous-cutanée dans la région du cou. Dans les unités sans
antécédent de maladie, où l’anamnèse pour la RHD est négative, il est envisageable de ne vacciner que les
individus destinés à la reproduction ; la première injection est faite vers 2 à 3 mois. Une revaccination annuelle
est fortement recommandée pour assurer un bon niveau de protection, même si des données expérimentales
indiquent que la protection perdure habituellement assez longtemps (plus de 1 an). La vaccination des animaux
1054
de boucherie n’est pas nécessaire si la maladie ne s’est pas produite dans l’élevage. Après une épizootie de
RHD, même si une hygiène stricte et des mesures sanitaires, incluant le lavage et la désinfection, un traitement
sûr les carcasses et un vide sanitaire, ont été adoptées, il est fortement recommandé de vacciner les animaux de
boucherie à l’âge de 40 jours, parce que l’incidence de réinfection est très forte. Il est seulement envisageable
d’arrêter la vaccination des animaux de boucherie après plusieurs cycles de production. De façon à vérifier la
persistance de RHD contagieuse à l’intérieur de l’unité, un nombre variable de lapins, en commençant avec un
petit groupe d’animaux sentinelles, pourraient ne pas être vaccinés.
Les animaux vaccinés produisent rapidement une forte immunité contre l’infection par le RHDV, la vaccination est
donc considérée efficace pour protéger des lapins non-exposés et elle sera utilisée en premier lieu dans les
élevages de lapins après qu’une épizootie de la maladie ait été diagnostiquée ; une fois que la RHD a été
confirmée chez des lapins malades ou morts, les animaux restant en bonne santé sont immédiatement vaccinés.
L’administration de sérum immun est aussi efficace pour produire une protection rapide, de courte durée, contre
l’infection par le RHDV.
Les vaccins devraient être stockés entre 2 et 8°C et ne devraient pas être congelés, ni exposés à la lumière du
jour ni à de hautes températures.
1.
Gestion des semences virales
a)
Caractéristiques de la semence virale
Le lot de semence pour la production de vaccins inactivés sur tissus est constitué d’homogénats de foies
infectés obtenus par passages successifs chez des lapins qui ont été inoculés avec une suspension virale
de RHD partiellement purifiée. Le dernier est obtenu en centrifugeant à 10 000 g pendant 20 min à 4°C une
suspension 1/5 de foie (v/v) dans du PBS. Le surnageant qui en résulte est traité toute une nuit à 4°C avec
du polyéthylène glycol (PEG 6000) à 8 % (v/v). Le culot est resuspendu à une dilution 1/10 dans du PBS, et
ensuite centrifugé à 10 000 g pendant 2 h à 4°C à travers un coussin à 20 % de sucrose. Le culot est
resuspendu dans du PBS (1/100 du volume de départ). Cette suspension virale est ensuite caractérisée par
examen au microscope électronique en coloration négative, par détermination de sa réactivité en ELISA, et
de sa capacité d’HA à température ambiante en élution lente (le titre HA vis-à-vis de globules rouges
humains du groupe O est supérieur à 1/1 280). Le lot de semence est titré avant usage et devrait contenir
5
au moins 10 DL50. Il devrait être conservé au congélateur (–70°C) ou lyophilisé.
b)
Méthode de culture
À l’heure actuelle, la réplication du RHDV ne peut être obtenue que chez des animaux sensibles. Les lapins
utilisés pour l’inoculation sont sélectionnés à partir de lignées réputées sensibles à la maladie par le biais de
dosages sérologiques périodiques. Les animaux (âgés d’au moins 4 mois) doivent être maintenus en
quarantaine stricte dès leur arrivée, dans une aire séparée et être élevés dans des conditions de santé
satisfaisantes (voir la partie consacrée aux animaux de laboratoire dans le Chapitre I.1.6., « La biosécurité
au laboratoire de microbiologie vétérinaire »). La propagation de la semence et la production de groupes
vaccinés relèvent du même protocole que l’infection expérimentale, incluant une injection intramusculaire
d’une dose d’au moins 100 DL50.
c)
Validation de la semence candidate comme semence vaccinale
Le lot de semence utilisé pour la production du vaccin doit être exempt de toute contamination par d’autres
virus, bactéries, mycoplasmes et champignons. Le lot de semence est contrôlé par inoculation directe à des
lapins sensibles suivie d’une évaluation des signes cliniques au cours de l’infection expérimentale. Un lot de
semence souhaitable devrait causer la mort chez 70 à 80 % des lapins dans les 24 à 72 h suivant
l’inoculation, avec les lésions caractéristiques de RHD dans les organes internes. Pour valider le test, un
examen rapide et histopathologique de tous les lapins devrait être réalisé dans le but d’exclure toute
maladie intercurrente.
2.
Méthode de fabrication
Suivant l’inoculation de lapins sensibles, le foie et la rate des lapins morts dans les 24 à 72 h après inoculation
sont récoltés. Les organes sont hachés dans 1/10 (w/v) de PBS stérile, pH 7,2 à 7,4, et le mélange est
homogénéisé pendant 10 min dans un mélangeur en environnement réfrigéré. Le mélange est ensuite traité avec
du chloroforme 2 % (18 h à 4°C), suivi d’une centrifugation à 6 000 g pendant 1 h à 4°C. Le surnageant est
récolté par pompage continu à haute pression et est plus tard inactivé. La suspension virale est analysée par le
test d’HA et par ELISA (voir section C.3.) et, une fois que le nombre d’unités HA provenant du titrage initial est
connu, du PBS stérile supplémentaire est ajouté en volume suffisant de façon à fournir, après inactivation et
adsorption avec un adjuvant, une concentration de 640 à 1 280 HA unités/dose dans le produit commercial.
1055
Différents agents se sont révélés efficaces pour supprimer l’infectivité virale. Les plus fréquemment utilisés sont le
formol et la béta-proprionolactone, qui sont employés à différentes concentrations et différentes températures,
pendant des périodes variables et en combinaison. Durant l’inactivation, il est envisageable d’agiter le fluide en
continu. L’hydroxyde d’aluminium, l’adjuvant incomplet de Freund ou une autre émulsion huileuse est ensuite
incorporé dans le vaccin comme adjuvant. Un agent de conservation, le thiomersal (merthiolate), est finalement
ajouté à la dilution de 1/10 000 (v/v) avant la répartition dans les fioles.
3.
Contrôles en cours de fabrication
Contenu en antigène : le titre du virus de la RHD est déterminé avant inactivation par calcul du titre HA, qui doit
être supérieur à 1/1280, et par la réactivité en ELISA. Les 2 valeurs sont ensuite déterminées une nouvelle fois
après inactivation et adsorption avec l’adjuvant. L’EM par coloration négative confirme l’identité du RHDV.
Stérilité : les organes sont testés pour l’absence de bactéries viables, de virus, de champignons ou de
mycoplasmes par le même protocole que pour le virus souche. La solution de PBS et le gel d’hydroxyde
d’aluminium sont stérilisés par autoclavage, l’émulsion huileuse est stérilisée par chauffage à 160°C pendant 1 h.
Inactivation : avant l’incorporation de l’adjuvant, il faut prouver que l’agent inactivant et le processus d’inactivation
inactivent le virus selon les conditions de fabrication. Ainsi, un test est pratiqué sur chaque étape aussi bien que
sur le produit final. 5 lapins sont inoculés avec une dose de 2 ml de la suspension et 5 lapins non vaccinés sont
gardés comme contrôles. Après 10 jours, une inactivation adéquate et l’absence d’effets secondaires sont
démontrées par l’absence de signes cliniques et par des gains de poids similaires dans les 2 groupes. À la fin des
épreuves, les animaux sont sacrifiés et des extraits de foie sont testés par HA, ELISA et EM.
4.
Contrôles de lots
Des tests de stérilité, de sûreté et d’activité devraient être réalisés sur chaque série de vaccin ; des tests de durée
d’immunité devraient aussi être effectués lorsqu’on utilise une série type de vaccins, et des test de stabilité
devraient être effectués sur 3 séries.
a)
Stérilité
Chaque lot de vaccin doit être testé pour l’absence de bactéries viables, de virus, de champignons ou de
mycoplasmes en accord avec le même protocole que celui recommandé pour tester le lot de semence.
b)
Innocuité
Dix lapins sont inoculés par la voie recommandée avec 3 fois la dose vaccinale. Les lapins sont observés
pendant 3 semaines. Des réactions locales ou générales anormales ne doivent pas se développer.
c)
Activité
Dix adultes séronégatifs âgés d’au moins 4 mois sont vaccinés avec une dose complète du vaccin
administrée par la voie recommandée. 2 autres groupes de 5 animaux chacun sont vaccinés avec 1/4 et
1/16 de la dose complète, respectivement. Un quatrième groupe de 10 lapins non vaccinés est maintenu
comme témoin. Tous les animaux sont éprouvés à 4 semaines après vaccination par inoculation
intramusculaire d’une dose de RHDV contenant au moins 100 DL50 ou présentant un titre HA supérieur à
1/2 560. Aucun lapin vacciné ne devrait montrer de signes d’infection, tandis que le taux de mortalité parmi
les animaux témoins devrait être supérieur à 70 %. La réponse en anticorps de chaque animal vacciné est
ensuite déterminée en référence avec les antisérums standards titrés ; le niveau moyen en anticorps ne
devrait pas être significativement inférieur au niveau enregistré dans le test de protection effectué en
utilisant comme vaccin le lot de semence inactivée.
d)
Durée d’immunité
Les données reportées dans la littérature indiquent une durée d’immunité à long terme induite par une seule
vaccination (supérieure à 15 mois). Malgré cela, il est envisageable de pratiquer le test suivant : 20 lapins
vaccinés 1 fois sont répartis en 4 groupes et sont testés sérologiquement à intervalle de 1 mois sur une
période de 1 an. Chaque groupe est inoculé avec un RHDV virulent à 3, 6, 9 mois ou 1 an après vaccination
(voir section C.4.c.). L’épreuve virulente devrait produire une augmentation de la séroconversion, qui est
directement reliée au temps qui s’est écoulé depuis la vaccination. L’absence de signes cliniques et de
mortalité prouve que le RHDV ne s’est pas multiplié.
e)
Stabilité
Il faut démontrer que le vaccin passe le test d’activité de lots 3 mois au-delà de sa durée de conservation.
1056
f)
Agents de conservation
Un agent de conservation est normalement requis pour un vaccin dans des flacons multidoses (voir Section
C.2.). Sa persistance durant la durée de conservation devrait être vérifiée.
g)
Précautions d'emploi et mise en garde
Lorsque des vaccins en suspension huileuse sont préparés, les personnes pratiquant la vaccination
devraient être averties des risques et des conséquences d’une auto-injection, qui doit être traitée en
urgence comme une blessure par pistolet graisseur.
5.
Contrôles du produit fini
Les tests d’innocuité, d’efficacité et de stérilité du produit final doivent être réalisés après la mise en flacon et
l’empaquetage. Ainsi, il est important que ces 2 dernières étapes de fabrication soient réalisées selon de bonnes
procédures standardisées. Les tests sont conduits en prélevant des échantillons d’un nombre statistiquement
déterminé de flacons multidoses du vaccin pris au hasard (20 ou 100 doses).
a)
Innocuité
Voir Section C.4.b.
b)
Activité
Voir Section C.4.c.
c)
Stérilité
Voir Section C.4.a.
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES
1.
BAGINSKI I., CHEMIN I., BOUFFARD P., HANTZ O. & TREPO C. (1991). Detection of polyadenilated RNA in hepatitis
B virus infected peripheral blood mononuclear cells by polymerase chain reaction. J. Infect. Dis., 161, 996–
1000.
2.
BARBIERI I., LAVAZZA A., BROCCHI E., KONIG M. & CAPUCCI L. (1997). Morphological, structural and antigenic
modifications of rabbit haemorrhagic disease virus in the course of the disease. Proceedings of the 1st
Symposium on Calicivirus of the European Society of Veterinary Virology (ESVV), Reading, UK, 15–17
September 1996, 182–193.
3.
CAPUCCI L., CHASEY D., LAVAZZA A. & WESTCOTT D. (1996). Preliminary characterisation of a nonhaemaggiutinating strain of rabbit haemorrhagic disease virus from the United Kingdom. J. Vet. Med. [B], 43,
245–250.
4.
CAPUCCI L., FALLACARA F., GRAZIOLI S., LAVAZZA A., PACCIARINI M.L. & BROCCHI E. (1998). A further step in the
evolution of rabbit hemorrhagic disease virus: the appearance of the first consistent antigenic variant. Virus
Res., 58, 115–126.
5.
CAPUCCI L., FRIGOLI G., RONSHOLT L., LAVAZZA A., BROCCHI E. & ROSSI C. (1995). Antigenicity of the rabbit
hemorrhagic disease virus studied by its reactivity with monoclonal antibodies. Virus Res., 37, 221–238.
6.
CAPUCCI L., FUSI P., LAVAZZA A., PACCIARINI M.L. & ROSSI C. (1996). Detection and preliminary characterization
of a new rabbit calicivirus related to rabbit hemorrhagic disease virus but nonpathogenic. J. Virol., 70, 8614–
8623.
7.
CAPUCCI L., NARDIN A. & LAVAZZA A. (1997). Seroconversion in an industrial unit of rabbits infected with a nonpathogenic rabbit haemorrhagic disease-like virus. Vet. Rec., 140, 647–650.
8.
CAPUCCI L., SCICLUNA M.T. & LAVAZZA A. (1991). Diagnosis of viral haemorrhagic disease of rabbits and
European brown hare syndrome. Rev. sci. tech. Off. int. Epiz., 10, 347–370.
9.
CAPUCCI L., SCICLUNA M.T., LAVAZZA A. & BROCCHI E. (1990). Purificazione e caratterizzazione dell’agente
eziologico della malattia emorragica virale del coniglio. Sel. Vet., 31, 301–312.
10. COLLINS B.J., WHITE J.R., LENGUAS C., BOYD V. & WESTBURY H.A. (1995). A competition ELISA for the
detection of antibodies to rabbit haemorrhagic disease virus. Vet. Microbiol., 43, 85–96.
1057
11. COLLINS B.J., WHITE J.R., LENGUAS C., MORRISSY C.J. & WESTBURY H.A. (1996) Presence of rabbit
haemorrhage disease virus antigen in rabbit tissues as revealed by a monoclonal antibody dependent
capture ELISA. J. Virol. Methods, 58, 145–154.
12. COOKE B.D., ROBINSON A.J., MERCHANT J.C., NARDIN A. & CAPUCCI L. (2000). Use of ELISAs in field studies of
rabbit haemorrhagic disease (RHD) in Australia. Epidemiol. Infect., 124, 563–576.
13. GELMETTI D., GRIECO V., ROSSI C., CAPUCCI L. & LAVAZZA A. (1998). Detection of rabbit haemorrhagic disease
virus (RHDV) by in situ hybridization with a digoxigenin labelled RNA-probe. J. Virol. Methods, 72, 219–226.
14. GOULD A.R., KATTENBELT J.A., LENGHAUS C., MORRISSY C., CHAMBERLAIN T., COLLINS B.J. & WESTBURY H.A.
(1997). The complete nucleotide sequence of rabbit haemorrhagic disease virus (Czech strain V351): use of
the polymerase chain reaction to detect replication in Australian vertebrates and analysis of viral population
sequence variation. Virus Res., 47, 7–17.
15. GRANZOW H., WEILAND F., STREBELOW H.-G., LU C.M. & SCHIRRMEIER H. (1996). Rabbit hemorrhagic disease
virus (RHDV): ultrastructure and biochemical studies of typical and core-like particles present in liver
homogenates. Virus Res., 41, 163–172.
16. GREGG D.A., HOUSE C., MEYER R. & BERNINGER M. (1991). Viral haemorrhagic disease of rabbits in Mexico:
epidemiology and viral characterization. Rev. sci. tech. Off. int. Epiz., 10, 435–451.
17. GUITTRE C., BAGINSKI I., LE GALL G., PRAVE M., TREPO O. & COVA L. (1995). Detection of rabbit haemorrhagic
disease virus isolates and sequence comparison of the N-terminus of the capsid protein gene by the
polymerise chain reaction. Res. Vet. Sci., 58, 128–132.
18. LAVAZZA A., SCICLUNA M.T. & CAPUCCI L. (1996). Susceptibility of hares and rabbits to the European Brown
Hare Syndrome Virus (EBHSV) and Rabbit Hemorrhagic Disease Virus (RHDV) under experimental
conditions. J. Vet. Med. [B], 43, 401–410.
19. LIU S.J., XUE H.P., PU B.Q. & QUIAN N.H. (1984). A new viral disease in rabbits. Anim. Hus. Vet. Med., 16,
253–255.
20. MEYERS G., WIRBLICH C. & THIEL H.J. (1991). Rabbit haemorrhagic disease virus – molecular cloning and
nucleotide sequencing of a calicivirus genome. Virology, 184, 664–676.
21. MEYERS G., WIRBLICH C. & THIEL H.J. (1991). Genomic and subgenomic RNAs of rabbit haemorrhagic
disease virus are both protein-linked and packaged into particles. Virology, 184, 677–686.
22. OHLINGER R.F., HAAS B., MEYERS G., WEILAND F. & THIEL H.J (1990). Identification and characterization of the
virus causing rabbit haemorrhagic disease. J. Virol., 64, 3331–3336.
23. SCHIRRMAIER H., REIMANN I., KOLLNER B. & GRANZOW H. (1999). Pathogenic, antigenic and molecular
properties of rabbit haemorrhagic disease virus (RHDV) isolated from vaccinated rabbits: detection and
characterization of antigenic variants. Arch. Virol., 144, 719–735.
24. SMID B., VALICEK L., RODAK L., STEPANEK J. & JURAK E. (1991). Rabbit haemorrhagic disease: an investigation
of some properties of the virus and evaluation of an inactivated vaccine. Vet. Microbiol., 26, 77–85.
25. STOERCKLE-BERGER N., KELLER-BERGER B., ACKERMANN M. & EHRENSPERGER F. (1992). Immunohistological
diagnosis of rabbit haemorrhagic disease (RHD). J Vet. Med. [B], 39, 237–245.
26. TORRES J.M., RAMIREZ M.A., MORALES M., BARCENA J., VAZQUEZ B., ESPUNA E., PAGES MANTE A. & SANCHEZVIZCAINO J.M. (2000). Safety evaluation of a recombinant myxoma-RHDV virus inducing horizontal
trasmissible protection against myxomatosis and rabbit heamorrhagic disease. Vaccine, 19, 174–182.
27. WIRBLICH C., MEYERS G., OHLINGER V.F., CAPUCCI L., ESKENS U., HAAS B. & H.-J. THIEL (1994). European
brown hare syndrome virus: relationship to rabbit hemorrhagic disease virus and other caliciviruses. J. Virol.,
68, 5164–5173.
*
* *
NB : Il existe un Laboratoire de référence de l’OIE pour la Maladie hémorragique du lapin (se reporter à la liste de
la partie 3 de ce Manuel terrestre ou consulter le site internet de l’OIE pour une liste actualisée : www.oie.int).
1058

maladie hémorragique du lapin

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