Recommandations techniques pour le contrôle de - envlit

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Programme Surveillance et Evaluation de l’Etat des Eaux Littorales (SE3L)
Département Dynamique de l’Environnement Côtier (DYNECO)
Département Environnement, Microbiologie et Phycotoxines (EMP)
Anne PELLOUIN-GROUHEL
Catherine BELIN
Anne DANIEL
Novembre 2006
Recommandations techniques pour le contrôle
de surveillance dans le cadre de la DCE, pour
le phytoplancton et les paramètres physicochimiques
(hors
contaminants
chimiques).
Stratégies d‘échantillonnage, indicateurs, et
grilles de classement.
Sommaire
1. Introduction
2. Recommandations sur l’indicateur de biomasse : chlorophylle a
2.1. Généralités
2.2. Période et fréquence d’échantillonnage
2.3. Méthodes de prélèvement et d’analyse
2.4. Métriques et grilles
2.5. Références bibliographiques
3. Recommandations sur les indicateurs
efflorescences phytoplanctoniques
d’abondance
et
de
composition :
3.1. Généralités
3.4.1. Abondance : efflorescences toutes espèces
3.4.2. Composition : efflorescences espèces nuisibles
4. Recommandations concernant
contaminants chimiques)
les
paramètres
physico-chimiques
(hors
4.1. Température, salinité, transparence
4.1.1. Stratégie d’échantillonnage
4.1.2. Méthodes de prélèvement et d’analyse
4.1.3. Métriques et grilles
4.2. Oxygène dissous
4.3. Nutriments
4.3.4. Références bibliographiques
5. Conclusion
5.1. Recommandations pour le contrôle de surveillance
5.2. Recommandations pour le contrôle opérationnel, pour les nutriments
Annexe 1 : Comptes-rendus des réunions du groupe de travail indicateurs
phytoplancton et hydrologie, avril 2004 à novembre 2005
Annexe 2 : liste des documents de simulation réalisés sur les données existantes en
2005 et 2006
Annexe 3 : liste des espèces dites « nuisibles pour l’écosystème »
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1. Introduction
Selon la Directive Cadre pour l’Eau (DCE) les éléments de qualité pour la classification de
l’état écologique comprennent, dans le groupe des paramètres biologiques à évaluer dans
les eaux côtières et de transition : la composition, l’abondance et la biomasse du
phytoplancton.
Un groupe de travail ad hoc a été mis en place en 2004 pour une réflexion sur ces éléments
de qualité, ainsi que sur les paramètres hydrologiques accompagnateurs. Il s‘est réuni
plusieurs fois entre avril 2004 et novembre 2005 (voir comptes-rendus de ces réunions en
annexe 1) afin de fournir des recommandations. Chacun de ces trois paramètres a été, au
terme des conclusions de ce groupe de travail, caractérisé par un indicateur, soit :
• la chlorophylle a, pour la biomasse,
• les efflorescences phytoplanctoniques de l’ensemble des espèces observées, pour
l’abondance,
• les efflorescences phytoplanctoniques des espèces nuisibles pour l’écosystème, pour la
composition.
Il a été considéré que les trois indicateurs retenus ci dessus, étaient applicables aux eaux
côtières et aux eaux de transition à l’exception des estuaires turbides macrotidaux.
Par ailleurs, les paramètres hydrologiques de base, soit la température, la salinité, la
turbidité et l’oxygène dissous, ont été considérés comme des aides à l’interprétation des
données biologiques : ils ne font donc pas l’objet d’indicateurs, à l’exception de l’oxygène
dissous. Les apports en nutriments étant considérés comme une pression sur le milieu, il a
été jugé inutile d’en effectuer une surveillance régulière, mais de les réserver au contrôle
opérationnel.
Les recommandations pour l’échantillonnage de l’ensemble des paramètres (phytoplancton,
chlorophylle, hydrologie) peuvent varier en fonction de la façade littorale. On distinguera
ainsi dans la majorité des cas trois grands secteurs géographiques : Manche et Atlantique,
Méditerranée hors lagunes, et lagunes méditerranéennes.
Pour chacun des indicateurs retenus, une métrique a été proposée. Des simulations ont
ensuite été réalisées en 2005 et 2006 sur les données existantes, sur la base des métriques
retenues pour le calcul de ces indicateurs (voir liste des documents simulations en
annexe 2). Ces simulations ont permis de valider et d’affiner les métriques et ont conduit à
définir des grilles pour les différentes classes de qualité (de très bon à mauvais). Pour
chaque indicateur, la comparaison du résultat obtenu, avec les grilles de ces classes de
qualité, permet d’assigner un état écologique à la masse d’eau concernée. Les métriques et
les grilles recommandées pour chacun des indicateurs sont décrites ci dessous.
Ce document compile l’ensemble des recommandations relatives aux stratégies
d’échantillonnage (période et fréquence), aux méthodes de prélèvement et d’analyse, aux
métriques ainsi qu’aux grilles de classement, pour chacun des indicateurs et des paramètres
appartenant aux domaines du phytoplancton et de l’hydrologie. Elles sont considérées par le
groupe de travail piloté par Ifremer, comme les recommandations les plus optimales
susceptibles de conduire à un classement pertinent des masses d’eaux sur ces thématiques.
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2. Recommandations
chlorophylle a
sur
l’indicateur
de
biomasse :
2.1. Généralités
L’indicateur retenu pour la biomasse du phytoplancton est la chlorophylle a. En effet, celle ci
est présente dans les cellules phytoplanctoniques vivantes de toute taille. Assez simple à
doser, elle traduit bien la biomasse phytoplanctonique vivant dans les eaux côtières
faiblement turbides, tout en étant complémentaire de l'information donnée par les
dénombrements phytoplanctoniques. En revanche, notamment dans la zone macrotidale de
la Manche et de l’Atlantique, les estuaires sont plutôt des zones d'accumulation temporaire
de la biomasse chlorophyllienne venue du bassin versant amont, et non pas des zones de
production interne forte étant donné les fortes turbidités : le suivi de ce paramètre en estuaire
présente donc peu d'intérêt pour évaluer l'état écologique. Nous proposons donc de l'exclure
des paramètres pertinents pour établir l'état écologique d'un estuaire.
Dans les eaux côtières et les lagunes, seules sont prises en compte les mesures de
chlorophylle a, à l’exclusion des mesures de phéopigments : en effet, ces derniers
présentent une trop grande variabilité, et sont trop influencés par la présence de certaines
classes phytoplanctoniques.
Les cartes satellitaires relatives à la chlorophylle ayant montré qu’il était possible de faire
une excellente corrélation avec les mesures de chlorophylle in situ, il est envisagé de
compléter à court terme l’indicateur décrit ci dessous avec les données satellitaires. Elles
peuvent notamment concourir à l’établissement d’un état de référence de la teneur en
phytoplancton des eaux côtières françaises en permettant l’évaluation de la distribution
statistique (donc de la moyenne, de l’écart-type et des percentiles) des valeurs de
chlorophylle dans chaque masse d’eau, surtout celles qui s’étendent assez loin des côtes
(perturbation du signal satellitaire par la partie terrestre pour les zones très côtières).
Les mesures de chlorophylle sont obligatoirement accompagnées des paramètres
explicatifs, soit la température, la salinité et la turbidité. Pour les sites de référence, les
mesures de chlorophylle en sub-surface sont accompagnées autant que possible des
mesures des paramètres explicatifs sur toute la hauteur de la colonne d’eau (profils).
L’analyse de longues séries historiques montre une grande variabilité des teneurs en
chlorophylle d’une année sur l’autre, liée notamment aux facteurs climatiques et
anthropiques. L’échantillonnage est donc réalisé tous les ans sans interruption sur la période
de gestion (six ans), sauf pour les lagunes méditerranéennes.
L'échantillonnage est effectué pendant la période productive, déterminée par grands
secteurs géographiques. Pour les eaux côtières de Manche et de l’Atlantique, la période
productive considérée s'étend de mars à octobre. En revanche, elle est plus difficile à
encadrer pour les eaux côtières méditerranéennes et un suivi tout au long de l'année est
donc préconisé. Cependant, pour ce secteur géographique, il est envisagé de limiter le suivi
à fréquence soutenue aux sites de référence : les sites de surveillance complémentaires, à
relier à ces sites de référence, peuvent être suivis avec une fréquence allégée. Quant aux
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lagunes méditerranéennes, l'échantillonnage recommandé (période et fréquence) découle de
l'analyse des données du RSL (Réseau de Suivi Lagunaire) qui a montré que les résultats
acquis de juin à août donnaient une bonne image de la biomasse chlorophyllienne.
La période productive et la fréquence d’échantillonnage, adaptées à chaque cas, sont
résumées ci dessous :
Manche – Atlantique
eaux côtières et de transition
sauf grands estuaires turbides
Méditerranée
sauf lagunes
Méditerranée
lagunes
Site de référence
Site de surveillance
une fois par quinzaine
de mars à octobre
de mars à octobre
une fois par semaine
de janvier à juin
de juillet à décembre
une fois par mois
de juin à août
une fois par mois
toute l'année
une fois par mois
de juin à août
Pour les lagunes méditerranéennes, l’analyse des données du RSL montre que l’on peut
adapter le suivi à l’état de la masse d’eau considérée pour l’élément de qualité
« phytoplancton » en limitant à :
• une campagne de mesure tous les trois ans pour les masses d’eau présentant une
qualité stable (très bonne ou très mauvaise). En effet, pour ces lagunes, on ne constate
pas de modifications de l’état pour le phytoplancton. En cas de mesure de gestion forte
susceptible de modifier l’état de la masse d’eau, une fréquence d’acquisition à
fréquence plus élevée sera mise en place dans le cadre du contrôle opérationnel,
• un suivi tous les ans pour les masses d’eau de qualité intermédiaire (bonne à
médiocre). Ce sont sur ces masses d’eau que la variabilité inter-annuelle est la plus
importante. Cette forte variabilité résulte du fait que ces écosystèmes en voie de
dégradation ou de restauration oscillent en permanence entre une production primaire
dominée par le macrophytobenthos ou le phytoplancton. De ce fait, et en fonction des
conditions hydroclimatiques inter-annuelles, l’état de l’élément de qualité
« phytoplancton » peut varier d’un état bon à mauvais, et un suivi annuel est
indispensable pour prendre en compte cette variabilité.
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Le prélèvement d’eau est effectué en sub-surface (0-1m) :
• pour les eaux côtières de Manche et Atlantique, dans la mesure du possible en dehors
de la zone estran, à pleine mer plus ou moins deux heures,
• pour les eaux côtières de Méditerranée, de préférence dans la matinée ou en milieu de
journée,
• pour les eaux de transition de Manche, d’Atlantique et de Méditerranée (hors lagunes),
le plus en aval possible, au centre du fleuve, à pleine mer plus ou moins deux heures,
• pour les lagunes méditerranéennes, de préférence dans la matinée, à condition qu'il n'y
ait pas eu de vent (>10m/s) pendant les deux jours précédant le prélèvement.
Les méthodes d’analyse doivent répondre aux exigences de l’arrêté du MEDD « portant les
modalités d’agrément des laboratoires effectuant des analyses dans le domaine de l’eau et
des milieux aquatiques au titre du code de l’environnement », actuellement en cours de
révision.
Les méthodes utilisées pour la mesure quantitative de la chlorophylle a sont les méthodes de
laboratoire, plus particulièrement la méthode spectrophotométrique dite de Lorenzen, ou
bien la méthode fluorimétrique de Neveux, toutes deux décrites dans le manuel Aminot &
Kerouel (2004). La méthode HPLC décrite par Jeffrey et al. (1997) peut également être
utilisée. La limite de quantification de la méthode analytique doit être de 0,5 µg/l et la
précision de 10%.
Dans l’état d’avancement technologique actuel, les mesures de chlorophylle a obtenues in
situ à l’aide de capteurs de fluorescence ne peuvent pas être utilisées, car il s’agit de
mesures semi-quantitatives qui ne peuvent être interprétées avec la même grille de lecture
que les mesures réalisées avec les méthodes préconisées ci-dessus.
La métrique retenue pour cet indicateur est le percentile 90 des données mesurées sur six
ans. Le percentile 90 permet la prise en compte d'une grande majorité des données, y
compris celles des pics de chlorophylle à l'exception des données extrêmes de ces pics. Ce
choix est un bon compromis entre des indicateurs de type moyenne, médiane ou maximum,
dont les résultats seraient beaucoup plus lissés.
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Le calcul du percentile 90 est le suivant :
P : valeur de l’indicateur
x x … x : valeurs ordonnées de la variable
90
1
2
n
n : nombre de valeurs pour la variable
p = 0.9
np = j + g
avec j partie entière et g partie fractionnaire de np
P
90
= (1 − g ) x j + g x j +1
La grille de classement retenue est la suivante :
Percentile 90 chlorophylle a (µg.L-1)
période
productive
très bon
bon
moyen
médiocre
mauvais
mars –
octobre
0-5
5 - 10
10 - 20
20 - 40
> 40
janvier –
décembre
0-2
2-4
4-8
8 - 16
> 16
eaux côtières et de
transition Est Rhône +
Corse, sauf lagunes
janvier –
décembre
0-1
1-2
2-4
4-8
>8
méditerranée
juin –
août
0-5
5 - 10
10 - 20
20 - 40
> 40
manche atlantique
transition sauf grands
estuaires
méditerranée
transition ouest Rhône,
sauf lagunes
méditerranée
lagunes
Etant donné l’information obtenue récemment sur les seuils qui seront utilisés en Belgique
(respectivement 0-10 et 10-15 pour le très bon état et le bon état), il est probable que les
recommandations soient adaptées pour le littoral nord de la France, soit de la frontière belge
au sud de la baie de Somme. Il sera décidé au vu des simulations qui seront réalisées fin
2006, si les seuils choisis pour cette zone sont identiques à ceux de la Belgique, ou
intermédiaires, soit :
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manche atlantique
frontière belge – baie de
Somme
période
productive
très bon
bon
moyen
médiocre
mauvais
mars –
octobre
0 - 10
10 – 15
15 – 20
20 - 40
> 40
20 – 40
> 40
OU
0 – 7.5
7.5 – 12.5
12.5 - 20
AMINOT A., KEROUEL R., 2004. Hydrologie des écosystèmes marins. Paramètres et
analyses. Editions de l'Ifremer. Méthodes d'analyses en milieu marin. 336 p. ISBN 2-84433133-5.
JEFFREY SW, MANTOURA RFC, WRIGHT SW (1997). Phytoplankton pigments in
oceanography : guidelines to modern methods. Unesco publishing, Paris, France.
Monographs on oceanographic methodology, 661 p. ISBN 92-3-103275-5
3. Recommandations sur les indicateurs d’abondance et
de composition : efflorescences phytoplanctoniques
3.1. Généralités
Les efflorescences phytoplanctoniques, indicateurs proposés pour évaluer l'abondance et la
composition, apportent une information complémentaire mais différente et plus spécifique.
Les espèces phytoplanctoniques ne sont en effet pas toutes aussi riches les unes que les
autres en chlorophylle a, certaines n'en contenant pas ou très peu.
L'indicateur d'abondance est évalué à partir de l'identification taxinomique et du
dénombrement de toutes les cellules phytoplanctoniques présentes, identifiables en
microscopie optique. L'indicateur de composition est ciblé sur un sous-ensemble de cette
population : les espèces nuisibles pour l'écosystème. Afin que ces deux indicateurs aient une
signification différente, la définition d’une efflorescence (ou bloom) est différente pour les
deux indicateurs : une concentration supérieure à 100 000 cellules par litre pour le premier,
supérieure à un million de cellules par litre pour le second.
Les consignes pour l’échantillonnage et l’analyse des flores phytoplanctoniques sont
valables pour les deux indicateurs puisqu'ils reposent sur le même jeu de données de
départ.
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Par ailleurs, en estuaire turbide, la remarque faite pour le paramètre chlorophylle a (cf. 2.1.)
et sa faible pertinence vaut également pour les listes floristiques. Les paramètres
efflorescences sont donc exclus de la surveillance des grands estuaires.
Enfin, l'indicateur d'abondance tel que décrit ci-dessus est complété dans les lagunes
méditerranéennes par la méthode utilisée dans le cadre du Réseau de Suivi Lagunaire :
abondance par classe de taille mesurée en cytométrie de flux. Les résultats obtenus pour
ces deux indicateurs devront être comparés et validés ensemble.
Les paramètres accompagnateurs sont les mêmes que pour la chlorophylle : température,
salinité et turbidité.
Comme pour la chlorophylle, l'échantillonnage doit être fait tous les ans sans interruption sur
la durée du plan de gestion (six ans), sauf dans le cas des lagunes méditerranéennes en
très bon ou en mauvais état.
Les périodes d’échantillonnage prises en compte selon les secteurs géographiques et la
catégorie de masse d’eau sont similaires à celles qui sont retenues pour la mesure de
chlorophylle a, sauf pour les lagunes méditerranéennes pour lesquelles les blooms nuisibles
peuvent se produire en toutes saisons. La période et la fréquence d’échantillonnage,
adaptées à chaque cas, sont résumées dans le tableau ci dessous :
Manche – Atlantique
Méditerranée
sauf lagunes
Méditerranée
lagunes
Site de référence
Site de surveillance
de mars à octobre
de mars à octobre
une fois par semaine
de janvier à juin
de juillet à décembre
une fois par mois
toute l'année
une fois par mois
toute l'année
une fois par mois
toute l'année
Pour les lagunes méditerranéennes l’analyse faite pour la chlorophylle (cf. 2.2.) vaut
également pour le suivi des flores phytoplanctoniques avec :
• une campagne de mesure tous les trois ans pour les masses d’eau présentant une
qualité stable (très bonne ou mauvaise),
• un suivi tous les ans pour les masses d’eau de qualité intermédiaire (bonne à
médiocre).
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3.3. Méthodes de prélèvement et d'analyse
Le prélèvement d'eau est effectué en sub-surface (0 - 1m), dans les mêmes conditions que
pour la chlorophylle, les prélèvements étant généralement réalisés simultanément pour ces
deux paramètres.
L'identification et le dénombrement des cellules phytoplanctoniques sont effectués par
microscopie optique, selon les procédures décrites dans les documents de prescription
REPHY. La liste de référence des espèces potentiellement identifiables se trouve dans le
référentiel taxinomique de Quadrige. L’identification se fait au plus précis, espèce ou genre si
possible, sinon à un niveau taxinomique supérieur (famille, voire classe).
Pour l'abondance par classe de taille mesurée par cytométrie de flux, la technique
s’appuie sur les caractéristiques de fluorescence cellulaire liée au contenu pigmentaire des
cellules et des paramètres de diffraction lumineuse liée à la taille et à la structure cellulaire.
L’ajout de billes fluorescentes calibrées permet de distinguer des groupes de cellules de
taille différente sur la base des paramètres optiques caractéristiques de chaque cellule
(Vaquer et al., 1996 ; Gregori et al., 2001 ; Becker et al., 2002 ; Rutten et al., 2005).Un
système de circulation du fluide de transport des cellules et d'injection de l'échantillon permet
de réguler de façon très précise de manière à ce que les cellules se présentent une à une
dans une chambre de mesure et de comptage. Cette dernière est soumise à un
rayonnement lumineux dont la gamme de longueurs d'onde est connue et plus ou moins
large suivant le type de source utilisée (Laser Argon 488nm, ou lampe à vapeur de mercure
ou autres). Les signaux lumineux sont alors transmis à travers des systèmes optiques
jusqu'aux photomultiplicateurs et enregistrés cellule par cellule.
3.4.1. Abondance : efflorescences toutes espèces
Dénombrements phytoplanctoniques
Quand l'indicateur est calculé à partir des listes floristiques, ce sont les données des Flores
Totales ou des Flores Partielles Indicatrices, telles que décrites dans les documents de
prescription REPHY, qui sont prises en compte.
Seules les données du microplancton (≥ 20 µm) et du nanoplancton colonial sont
conservées (élimination des petites espèces solitaires).
La métrique retenue est le nombre moyen de blooms annuels calculé sur la durée du plan de
gestion (période de six années). Un bloom est défini, pour un taxon donné, par une
concentration supérieure à 100 000 cellules par litre. Afin de minimiser les biais, seule la
valeur maximale est retenue pour une masse d’eau, pour une quinzaine, et pour un taxon
donné.
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nombre de blooms par an (toutes espèces)
manche atlantique
méditerranée
sauf lagunes
méditerranée
lagunes
période
productive
très bon
bon
moyen
médiocre
mauvais
mars –
octobre
0 – 15
15 - 30
30 – 45
45 - 60
> 60
janvier –
décembre
0 – 15
15 - 30
30 – 45
45 - 60
> 60
janvier –
décembre
0 – 15
15 - 30
30 – 45
45 - 60
> 60
Abondance cytométrie de flux
Quand l'indicateur est calculé à partir des données de la cytométrie en flux, les données
prises en compte sont les abondances des cellules phytoplanctoniques eucaryotes < 3µm et
> 3 µm. Cette discrimination de taille permet de distinguer le picophytoplancton (environ 85%
des cellules phytoplanctoniques) du nanophytoplancton (Jacquet et al.,1998). La distinction
entre procaryotes (cyanophycées et prochlorophytes) et eucaryotes est réalisée sur la base
de leurs caractéristiques de fluorescence cellulaire.
La métrique retenue est l’abondance maximale observée pour chacune des deux classes de
tailles.
3.4.2. Composition : efflorescences espèces nuisibles
Cet indicateur ne peut être calculé qu'à partir des listes floristiques. Il utilise les mêmes jeux
de données que l'indicateur d'abondance mais en ne prenant en compte que les espèces
nuisibles pour l’écosystème (nuisibles pour la faune marine ou indicatrices d’eutrophisation).
On entend ici par « espèces nuisibles pour l’écosystème » :
• les espèces toxiques et nuisibles pour la faune marine, c’est à dire celles qui sont
susceptibles de conduire à des mortalités d’animaux ; elles comprennent les espèces
toxiques stricto sensu, produisant des toxines libérées dans le milieu (par exemple
Karenia mikimotoi, produisant des ichtyotoxines et des toxines hémolytiques), et les
espèces nuisibles par action mécanique (irritation), ou par production de mucus (par
exemple Phaeocystis),
• les espèces indicatrices d’eutrophisation, connues pour leur capacité à former
rapidement et régulièrement des efflorescences importantes et gênantes pour
l’écosystème, quand elles conduisent par exemple à des anoxies.
La liste des espèces dites « nuisibles pour l’écosystème » est donnée en annexe 3. Elle peut
être mise à jour au fur et à mesure des connaissances.
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Comme pour l’indicateur d’abondance, la métrique retenue est le nombre moyen de blooms
annuels calculé sur la durée du plan de gestion (période de six années). Un bloom est défini,
pour un taxon nuisible donné, par une concentration supérieure à 1 000 000 cellules par litre.
Afin de minimiser les biais, seule la valeur maximale est retenue pour une masse d’eau, pour
une quinzaine, et pour un taxon donné.
nombre de blooms par an (espèces nuisibles)
période
productive
très bon
bon
moyen
médiocre
mauvais
estuaires
mars –
octobre
0–1
1–3
3–6
6 - 10
> 10
méditerranée
janvier –
décembre
0–1
1–3
3–6
6 - 10
> 10
janvier –
décembre
0–1
1–3
3–6
6 - 10
> 10
manche atlantique
transition sauf lagunes
méditerranée
lagunes
BECKER A., ARMIN Meister, CHRISTIAN Wilhelm. 2002. Flow cytometric discrimination of
various phycobilin-containing phytoplankton groups in a hypertrophic reservoir. Cytometry,
48: 45-57
GRÉGORI G., COLOSIMO A., DENIS M. 2001. Phytoplankton group dynamics in the Bay of
Marseilles during a 2-year survey based on analytical flow cytometry. Cytometry, 44: 247256
JACQUET S., LENNON J.F., MARIE D., VAULOT D., 1998. Picoplankton population
dynamics in coastal waters of the northwestern Mediterranean sea. . Limnol. Oceanogr
43(8) : 1916-1931.
RUTTEN T.PA., BEN SANDEE, ANGELO R. T. HOFMAN. 2005. Phytoplankton monitoring
by high performance flow cytometry: A successful approach? Cytometry Part A. (on line ;
10.1002/cyto.a.20106 (DOI)
VAQUER A., TROUSSELLIER M., COURTIES C., BIBENT B. 1996. Standing stock and
dynamics of picophytoplankton in the Thau lagoon (northwest Mediterranean coast). Limnol.
Oceanogr. 41, 1821-1828
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4. Recommandations concernant les paramètres physicochimiques (hors contaminants chimiques)
Les paramètres physico-chimiques sont considérés par la DCE comme des paramètres de
soutien et d’interprétation des paramètres biologiques. Ils sont également des paramètres
indispensables pour l’interprétation des résultats de mesure de contaminants chimiques,
comme traceur des masses d’eau dans les estuaires par exemple.
Les paramètres physico-chimiques retenus par la DCE sont : la transparence (turbidité), la
température, la salinité, l’oxygène dissous et les nutriments.
4.1. Température, salinité, transparence
Il a été défini que la transparence est uniquement représentée par la turbidité (pas de
matières en suspension ni de profondeur de Secchi). Il est envisagé d’intégrer à court terme
les données satellitaires de turbidité en raison de l’excellente corrélation avec les données in
situ.
4.1.1. Stratégie d'échantillonnage
Dans les masses d’eaux retenues au titre du contrôle de surveillance comme pour le
contrôle opérationnel, les mesures de température, salinité et turbidité sont effectuées
simultanément aux prélèvements d’échantillons pour l’évaluation des paramètres
phytoplancton, chlorophylle a, nutriments et oxygène dissous.
Les stratégies d’échantillonnage sont calées sur les paramètres concernés (cf. chapitres 2.2
et 3.2.), pour les contrôles de surveillance et opérationnels.
Les mesures sont effectuées en sub-surface (0 - 1 m), ou si possible sur l’ensemble de la
colonne d’eau :
• pour les eaux côtières de Manche et Atlantique, de préférence en dehors de la zone
estran, à pleine mer +/- 2 heures,
• pour les eaux côtières de Méditerranée, dans le champ moyen (hors influence directe
de source de perturbation),
• pour les lagunes méditerranéennes, en sub-surface (0-1 m), avant midi et hors période
de vent (les deux jours avant et le jour de prélèvement),
• pour les eaux de transition estuariennes, au centre du fleuve, à pleine mer +/- 2 heures.
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Les méthodes de prélèvement doivent être conformes aux préconisations de Aminot et
Kérouel (2004).
Les mesures de température, salinité et turbidité seront effectuées de préférence in situ à
l’aide de sondes. Des mesures de salinité et de turbidité peuvent être toutefois effectuées au
laboratoire dans des délais acceptables (Aminot et Kérouel, 2004).
Les exigences analytiques pour la température, la salinité et la turbidité sont les suivantes :
Paramètre
Lieu analyse
Salinité
Site/laboratoire
Température
Site
Turbidité
Site/laboratoire
Méthode d’analyse
Limite de
quantification
Précision
0,5
+/- 0,1
+/- 0,1°C
norme NF EN ISO 7027
0,3 FNU
+/- 5%
Les sondes doivent faire l’objet d’opérations rigoureuses de métrologie (contrôle, vérification,
étalonnage). Les capteurs de turbidité doivent être conformes aux spécifications de la norme
NF EN ISO 7027.
Les données de température, salinité et turbidité ne font pas l’objet d’indicateurs. Elles sont
considérées comme des données permettant d’aider à l’interprétation des données
biologiques.
4.2. Oxygène dissous
L’échantillonnage est effectué tous les ans sans interruption sur la période de gestion (six
ans) dans les masses d’eaux retenues au titre du contrôle de surveillance.
Les mesures d'oxygène dissous sont effectuées entre juin et septembre simultanément aux
mesures de chlorophylle a, de température et de salinité.
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Les mesures sont effectuées en sub-surface (0 – 1 m) et au fond, ou si possible sur
l’ensemble de la colonne d’eau :
• pour les eaux côtières de Manche et Atlantique, de préférence en dehors de la zone
estran, à pleine mer +/- 2 heures,
de source de perturbation),
• pour les lagunes méditerranéennes, en sub-surface (0-1 m) et au fond pour les stations
avec une profondeur > 3 m, avant midi et hors période de vent (les deux jours avant et
le jour de prélèvement).
Les méthodes de prélèvement doivent être conformes aux préconisations de Aminot et
Kérouel (2004).
Les mesures d’oxygène dissous sont effectuées de préférence in situ à l’aide de capteurs
polarographiques ou de capteurs de luminescence. Des mesures d’oxygène dissous peuvent
être toutefois effectuées au laboratoire selon la méthode chimique dite de Winkler (Aminot et
Kérouel, 2004).
Les exigences analytiques pour l’oxygène dissous sont les suivantes :
Paramètre
Lieu analyse
Oxygène
dissous
Site
capteurs polarographiques
ou capteurs luminescence
Laboratoire
méthode iodométrique
(Aminot, 2004)
Limite de
quantification
Précision
< 5 mg/L +/- 0,1 mg/L
0,5 mg/L
> 5 mg/L +/- 0,5 mg/L
Les oxymètres doivent faire l’objet d’opérations rigoureuses de métrologie (contrôle,
vérification, étalonnage).
Sont prises en compte, pour les masses d’eau retenues au titre du contrôle de surveillance,
les données correspondant aux périodes de mesures décrites ci dessus.
La métrique retenue est le percentile 10 de l’ensemble des données (surface et fond) des 6
années du plan de gestion.
novembre 2006
14/25
percentile 10 oxygène dissous (mg.L-1)
toutes zones
période
très bon
bon
moyen
médiocre
mauvais
juin –
septembre
> 5.0
3-5
2-3
1-2
<1
4.3. Nutriments
Les analyses de nutriments (nitrate, nitrite, ammonium, orthosilicate, orthophosphate)
induisent obligatoirement une mesure simultanée de la température et de la salinité.
Les apports de sels nutritifs sont considérés par la DCE comme une pression sur les eaux
de transition et côtières. Il est donc fondamental de connaître l’évolution de cette pression en
mesurant les flux de nutriments en eau douce à salinité 0. Dans ce contexte, pour les eaux
côtières et les eaux de transition estuariennes, l’échantillonnage des sels nutritifs peut être
effectué uniquement dans le cadre des masses d’eaux retenues au titre du contrôle
opérationnel sur l’ensemble de l’année.
La fréquence d’échantillonnage est mensuelle entre novembre et février, puis bihebdomadaire entre mars et octobre (simultanément aux prélèvements pour la mesure de
chlorophylle).
La mesure de l’ammoniaque en lagune méditerranéenne serait judicieuse dans le cadre d’un
contrôle opérationnel.
Les mesures sont effectuées en sub-surface (0 - 1 m) :
• pour les eaux côtières de Manche et Atlantique, si possible en dehors de la zone
estran, à pleine mer +/- 2 heures ,
de source de perturbation)
• pour les lagunes méditerranéennes, en sub-surface (0-1 m) et au fond pour les stations
avec une profondeur > 3 m, avant midi et hors période de vent (les deux jours avant et
le jour de prélèvement).
Les méthodes de prélèvement devront être conformes aux préconisations de Aminot et
Kérouel (2004).
novembre 2006
15/25
Les mesures de nutriments sont effectuées soit par des méthodes dites manuelles (Aminot
et Kérouel, 2004), soit par des méthodes dites automatiques (Aminot, en prép.).
Les exigences analytiques pour les nutriments sont les suivantes :
Paramètre
Lieu
analyse
Limite de
quantification
Précision
Azote
ammoniacal
Laboratoire
Méthode manuelle (Aminot, 2004)
ou automatique (Aminot en prép)
0,5 µmol/L
< 2 µmol/L +/- 0,1 µmol/L
> 2 µmol/L +/- 5%
Nitrate
Laboratoire
2 µmol/L
< 5 µmol/L +/- 0,2 µmol/L
> 5 µmol/L +/- 5%
Nitrite
Laboratoire
0,5 µmol/L
< 1 µmol/L +/- 0,05 µmol/L
> 1 µmol/L +/- 5%
Orthophosphate
Laboratoire
0,5 µmol/L
< 1 µmol/L +/- 0,05 µmol/L
> 1 µmol/L +/- 5%
Orthosilicate
Laboratoire
2 µmol/L
< 5 µmol/L+/- 0,2 µmol/L
> 5 µmol/L +/- 5%
Les données de sels nutritifs ne font pas l’objet d’indicateurs. Elles sont considérées comme
des données permettant l’interprétation des données biologiques.
4.3.4. Références bibliographiques
AMINOT A., KEROUEL R., 2004. Hydrologie des écosystèmes marins. Paramètres et
analyses. Editions de l'Ifremer. Méthodes d'analyses en milieu marin. 336 p. ISBN 2-84433133-5.
Norme AFNOR NF EN ISO 7027 : qualité de l'eau. Détermination de la turbidité.
5. Conclusion
Les deux premiers tableaux ci dessous récapitulent l’ensemble des recommandations
relatives aux stratégies d’échantillonnage, et aux métriques de calcul des indicateurs, pour
tous les paramètres appartenant aux domaines du phytoplancton et de l’hydrologie, pour le
contrôle de surveillance.
Le troisième tableau résume les recommandations pour les nutriments en contrôle
opérationnel.
novembre 2006
16/25
5.1. Recommandations pour le contrôle de surveillance
Indicateurs et échantillonnage
paramètre
chlorophylle a
indicateur
biomasse
percentile 90
zone géographique
fréquence par plan
de gestion
période et
fréquence
d’échantillonnage
Manche - Atlantique
estuaires turbides
6 ans / 6
mars - octobre
une fois / quinzaine
Méditerranée
6 ans / 6
toute l'année
une fois / mois
Méditerranée
lagunes
abondance
nombre moyen de
blooms annuels
(bloom si > 100 000)
phytoplancton
6 ans / 6
mars - octobre
Méditerranée
6 ans / 6
toute l'année
une fois / mois
pas d’indicateur
accompagnement des
paramètres
toutes zones sauf
grands estuaires
chlorophylle,
phytoplancton et
oxygène dissous
Manche - Atlantique
estuaires turbides
oxygène dissous
tous les 3 ans si état
très bon ou mauvais
juin - août
une fois / mois
Manche - Atlantique
estuaires turbides
composition
nombre moyen de
blooms annuels
Méditerranée
(bloom si > 1 000 000) lagunes
température,
salinité, turbidité
6 ans / 6 si état bon,
moyen ou médiocre
percentile 10 (sur les
données de surface et Méditerranée
de fond)
Méditerranée
lagunes
6 ans / 6 si état bon,
moyen ou médiocre
tous les 3 ans si état
très bon ou mauvais
toute l'année
une fois / mois
6 ans / 6
mêmes conditions
et mêmes
fréquences que les
paramètres qu’ils
accompagnent
6 ans / 6
juin - septembre
6 ans / 6
juin - septembre
une fois / mois
6 ans / 6
juin - septembre
une fois / mois
novembre 2006
17/25
Prélèvements et mesures
paramètre
chlorophylle a
phytoplancton
température,
salinité, turbidité
oxygène dissous
zone géographique
conditions de
prélèvements ou de
mesures
Manche - Atlantique
eaux côtières
hors estran
PM +/- 2 H
Méditerranée
eaux côtières
champ moyen
matinée
Manche – Atlantique et
Méditerranée
aval, centre du fleuve
eaux de transition sauf
PM +/- 2 H
grands estuaires turbides
et lagunes
Méditerranée
lagunes
profondeur
sub-surface pour chlorophylle
et phytoplancton
sub-surface, plus colonne
d’eau si possible, pour
température, salinité, turbidité
sub-surface et fond, plus
colonne d’eau si possible,
pour oxygène dissous
matinée
hors période de vent
5.2. Recommandations pour le contrôle opérationnel, pour les
nutriments
paramètre
zone géographique
NO2
NO3
NH4
PO4
Si(OH)4
zones RNBE sensibles
aux problèmes
d’eutrophisation
conditions de
fréquence par
prélèvements
plan de gestion
ou de mesures
période et fréquence
d’échantillonnage
novembre - février
une fois / mois
sub-surface
6 ans / 6
mars – octobre
novembre 2006
18/25
Annexe 1
comptes-rendus des réunions du groupe de travail constitué pour
élaborer des recommandations sur les indicateurs phytoplanctoniques
et les paramètres hydrologiques accompagnateurs
avril 2004 à novembre 2005
novembre 2006
Catherine Belin
direction de l’environnement
et de l’aménagement littoral
5 mai 2004
DCE / indicateurs phytoplancton
Réunions des 27 avril et 4 mai 2004, Ifremer Nantes
Avec la participation (à l’une et/ou l’autre réunion) de :
Nicolas Jeanjean
Jacques Robert
Franck Bruchon
Philippe Fera
Véronique Martin-Jézequel
Fabien Jouenne
Benoit Veron
MEDD/DE
MEDD/DE
AESN
AELB
Isomer / Université de Nantes
LBBM / Université de Caen
Ifremer
Isabelle Auby
Catherine Belin
Isabelle Gailhard
Hélène Oger-Jeanneret
Mireille Ryckaert
Objectif : avancer dans la description d’un outil de classification, qui nous permettra de
répondre aux obligations de la DCE concernant le phytoplancton. Ce dernier est un des
paramètres biologiques retenus pour les eaux côtières et les eaux de transition et les
définitions normatives des classifications de l’état écologique pour ce paramètre font
référence à la composition, l’abondance, la biomasse et aux efflorescences (fréquence
et intensité). Les indicateurs choisis doivent nous permettre de classer les masses d‘eaux en
cinq classes : très bon état, bon état, état moyen, état médiocre, mauvais état.
Les conclusions provisoires du groupe, qui seront présentées au CSTS des 13-14 mai
prochains pour discussion et validation, sont résumées ci-dessous.
La base de travail est constituée par les grilles (descripteurs, critères et systèmes de
classification) qui avaient été retenues pour l’étude SEQ littoral, dont les résultats sont
présentés dans Miliquetus (Milieu Littoral, Qualité et Usages). Celui ci ayant été fait dans
une optique « usages » qui n’est pas celle de la DCE, seules les grilles utilisées pour l’usage
« état écologique » dans l’étude SEQ, ont été retenues ici.
Rappelons que les grilles SEQ phytoplancton ont été reprises dans la boîte à outils du
groupe de travail COAST comme un modèle d’outil de classification pour le phytoplancton
(guide d’orientation COAST, novembre 2002). Actuellement, il semble qu’aucun autre outil
n’ait encore été proposé par un autre pays pour ce paramètre. La France a donc tout intérêt
à être force de proposition : un prochain groupe COAST devrait avoir lieu à l’automne
prochain, il est souhaitable qu’une proposition avec description des méthodes, puisse être
envoyée bien avant.
projet B110107
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Catherine Belin
5 mai 2004
Les propositions ci-dessous devront être testées. Ceci suppose la réalisation de simulations
multiples sur les données QUADRIGE, à l’aide des programmes ayant servi à faire
Miliquetus :
• ces programmes ont été transmis à Gaetane Durand par Benoit Beliaeff,
• les points QUADRIGE seront regroupés en masses d’eaux DCE, et non plus en bassins,
• les données des réseaux suivants seront utilisées : REPHY, SRN, RHLN pour le
phytoplancton et la chlorophylle, et RNO, ARCHYD pour la chlorophylle seulement,
• les nouvelles données depuis 2002 seront incluses dans les simulations.
La validation définitive des grilles (seuils entre les différentes classes) sera réalisée au vu
des résultats des simulations. Dans certains cas, la grille sera nationale, dans d’autres cas,
elle pourra être régionale (par façade).
Plusieurs indicateurs ou un seul indicateur agrégé ?
Le choix s’est porté sur plusieurs indicateurs, chacun concernant un ou plusieurs des
différents aspects (composition, abondance, biomasse, efflorescences). La synthèse de ces
différents indicateurs pourrait ensuite se faire sur le plus déclassant.
Indicateur de biomasse
La chlorophylle a est sans conteste un bon indicateur. Les critères et grilles utilisés pour
Miliquetus sont a priori conservés, sous réserve des résultats des simulations.
Indicateurs d’abondance et d’efflorescence
• Blooms de toutes espèces phytoplanctoniques. La somme des fréquences de
blooms (supérieurs à 105 cellules par litre) sur une période glissante de cinq ans, utilisée
pour Miliquetus, est conservée. A réévaluer : la grille. A préciser : les données « flore
partielle régulière » seront elles utilisées en plus des données flore totale ?
• Blooms d’espèces nuisibles pour l’écosystème (faune ou flore). La somme des
fréquences de ces blooms (supérieurs à 106 cellules par litre) sur une période glissante
de cinq ans, utilisée pour Miliquetus, est conservée. A réévaluer : la grille. A revoir : la
liste des espèces ciblées qui concerne :
9 les espèces produisant des toxines libérées dans le milieu (ichtyotoxines,
hémolysines, etc),
9 les espèces nuisibles par leur action mécanique ou la production de mucus
(Phaeocystis…)
9 les blooms d’une intensité exceptionnelle (supérieurs à 107 ou 108), soit pour toutes
les espèces, soit pour les espèces connues pour conduire à des anoxies.
Indicateur de composition
C’est le plus difficile à définir. Après de nombreuses discussions, il est proposé un indicateur
simple, du type rapport diatomées / dinoflagellés, dans un premier temps, sans préjuger
du fait qu’il faudrait continuer à travailler sur un indicateur plus fin, à partir des données flore
totale.
Cet indicateur doit pouvoir évaluer la « déviance » éventuelle au cours du temps de la
composition de la population phytoplanctonique sur une zone. Il suppose donc qu’une
composition de référence soit définie pour la zone (elle peut l’être à partir d’une série
projet B110107
2/3
Catherine Belin
5 mai 2004
historique de données), et que des critères chiffrés puissent mesurer une déviance
éventuelle.
Etant donné l’hétérogénéité des niveaux taxinomiques décrits dans les flores totales
(espèces, genres, familles), les différentes hypothèses envisagées s’appuient sur un
regroupement des taxons :
• le regroupement par classe taxinomique ne paraît pas pertinent pour la définition d’un
état écologique,
• le regroupement par « groupe écologique » paraît nettement plus satisfaisant, cette
notion pouvant éventuellement recouvrir un aspect habitat (diatomées benthiques,
diatomées pélagiques, etc), un aspect nutrition (hétérotrophe…), voire un aspect taille.
Le regroupement proposé par Mireille Ryckaert (définition des groupes et
positionnement des taxons dans ces groupes), sera soumis à une liste d’experts (cf. cidessous).
Il a aussi été question d’utiliser la hiérarchisation des taxons dominants à partir de l’indice de
Sanders, actuellement présentée dans le Bulletin de la Surveillance, soit par année, soit par
saison.
Les critères utilisés dans le cadre de la Procédure commune OSPAR pour l’eutrophisation
devront également être réexaminés.
Liste d’experts à consulter
destinataires de ce CR
Chantal Billard
Marie Jo Chrétiennot-Dinet
Evelyne Erard
Fabien Jouenne
Patrick Lassus
Véronique Martin-Jézequel
Elisabeth Nézan
Mireille Ryckaert
Benoit Veron
coordonnées à récupérer
Marta Estrada
Christiane Lancelot
Yves Rincé
Véronique Rousseau
Daniel Vaulot
projet B110107
3/3
Catherine Belin
11 mai 2004
Le phytoplancton comme indicateur de
la qualité écologique
pour le CSTS des 13 et 14 mai 2004, Rochefort
Le phytoplancton est un des paramètres biologiques retenus pour les eaux côtières et les
eaux de transition dans le cadre de la DCE. Les définitions normatives des classifications de
l’état écologique pour ce paramètre font référence à la composition, l’abondance, la
biomasse et aux efflorescences (fréquence et intensité).
La base de travail est constituée par les grilles (descripteurs, critères et systèmes de
classification) qui avaient été retenues pour l’étude SEQ littoral (usage « état écologique »),
dont les résultats sont présentés dans Miliquetus (Milieu Littoral, Qualité et Usages). Ces
grilles phytoplancton ont été reprises dans la boîte à outils du groupe de travail COAST
(novembre 2002) comme un modèle d’outil de classification pour le phytoplancton. Les
propositions ci-dessous devront être testées. Ceci suppose la réalisation de simulations
multiples sur les données QUADRIGE, à l’aide des programmes ayant servi à faire
Miliquetus.
Pour l’indicateur de biomasse, la chlorophylle a est sans conteste un bon indicateur. Les
critères et grilles utilisés pour Miliquetus sont a priori conservés, sous réserve des résultats
des simulations.
Pour les indicateurs d’abondance et d’efflorescence, sont retenus :
• les blooms de toutes espèces phytoplanctoniques. La somme des fréquences de blooms
(supérieurs à 105 cellules par litre) sur une période glissante de cinq ans, utilisée pour
Miliquetus, est conservée.
• les blooms d’espèces nuisibles pour l’écosystème (faune ou flore). La somme des
fréquences de ces blooms (supérieurs à 106 cellules par litre) sur une période glissante
de cinq ans, utilisée pour Miliquetus, est conservée. La liste des espèces ciblées
concerne les espèces produisant des toxines libérées dans le milieu (ichtyotoxines,
hémolysines, etc), les espèces nuisibles par leur action mécanique ou la production de
mucus (Phaeocystis…) et les blooms d’une intensité exceptionnelle (supérieurs à 107 ou
108), en particulier pour les espèces connues pour conduire à des anoxies.
Pour l’indicateur de composition, le problème est plus compliqué. OSPAR, dans sa
procédure commune pour l’eutrophisation, fait appel, dans ses paramètres d’évaluation pour
le phytoplancton, aux changements dans la composition des espèces (par exemples des
diatomées aux flagellés) et établit une liste d’espèces indicatrices.
L’étude bibliograhique SORIS/COM/CREOCEAN sur les bio-indicateurs du milieu marin,
expertisée par Ifremer (2002), conclue que le phytoplancton peut être classé comme
indicateur écologique « applicable », si on ne retient que quelques indices écologiques
globaux, par exemple l’évolution de la structure des populations (nécessite référentiel « non
perturbé »), le rapport dinoflagellés / diatomées, l’index de diversité spécifique (Simpsons),
les diagrammes rang-fréquence (Frontier et Travers). Par contre, le choix d’un ou plusieurs
taxons comme indicateur écologique est classé « en phase de recherche ».
projet B110107
1/2
Catherine Belin
11 mai 2004
Il est donc proposé un indicateur simple, du type rapport diatomées / dinoflagellés, dans
un premier temps, sans préjuger du fait qu’il faudrait continuer à travailler sur un indicateur
plus fin, à partir des données flore totale. Etant donné l’hétérogénéité des niveaux
taxinomiques décrits dans les flores totales (espèces, genres, familles), les différentes
hypothèses envisagées s’appuient sur un regroupement des taxons : le regroupement par
« groupe écologique » paraît être le plus pertinent. Une liste d’experts à consulter est en
cours de définition.
projet B110107
2/2
COMPTE RENDU DE REUNION – FICHE LER/PC - rédigée le 15/07/04
REDACTEURS : Mireille RYCKAERT/Catherine BELIN
DATE
OBJET
7 juillet 2004
LIEU
IFREMER-NANTES
DCE – Indicateurs Eutrophisation / Phytoplancton
PARTICIPANTS
EXTERIEUR
Franck BRUCHON AESN
Philippe FERA
AELB
Fabien JOUENNE LBBM / Université de Caen
Benoît VERON
IFREMER
Catherine BELIN - Nantes
Didier CLAISSE - Nantes
Anne DANIEL – Port-en-Bessin
Jean-François GUILLAUD - Brest
Benoist HITIER - Boulogne
Thierry LAUGIER - Sète
Morgan LE MOIGNE - Nantes
Elisabeth NEZAN - Concarneau
Hélène OGER-JEANNERET - Nantes
Mireille RYCKAERT – La Rochelle
Gérard THOMAS – La Rochelle
ELEMENTS MARQUANTS ou POINTS FORTS
Objet de la réunion : A cours terme : élaborer des indicateurs de qualité des eaux littorales et,
si possibles, des eaux de transition en matière de phytoplancton, quantitatif (dont
eutrophisation) et qualitatif. A plus long terme, affiner les indicateurs
Faire une note de proposition pour les groupes de travail européens DCE, à faire transiter par
le MEDD pour la mi-septembre.
RELEVE DE DECISION et SUITE A DONNER
Le groupe retient la distinction entre milieu « eutrophe » (enrichi sans perturbation des écosystèmes)
et milieu « eutrophisé » (dégradé par excès de matières organiques produites).
En complément du REPHY, le groupe a travaillé à partir des données présentées en particulier par J. F.
Guillaud (eutrophisation), Anne Daniel (RHLN), T. Laugier (RSL) et celles proposées dans
Miliquetus. 5 classes (cf. DCE ) seront définies par indicateur.
Les indicateurs retenus pour une proposition à présenter à la mi-septembre sont :
- la chlorophylle : les seuils des 5 classes seront définis après propositions complémentaires
des participants à la réunion; B. Beliaeff sera sollicité pour effectuer des simulations
permettant de valider les propositions de seuil,
-
-
-
l’oxygène est retenu malgré le manque de données sur une grande partie du littoral, mais le
RNO et le REPHY complèteront ces données dès 2005. Les seuils délimitant les 5 classes sont
à affiner après simulations, entre les propositions Miliquetus, A . Daniel et J. F. Guillaud. La
concentration, en mg.L-1, est préférée au pourcentage de saturation.
les efflorescences de micro-algues : deux niveaux de seuils sont proposés par E. Nézan, l’un
concernant les espèces coloniales (hors Phaeocystis) et les espèces libres dont la taille excède
10 ou 20 µm (à préciser), et l’autre les cellules libres d’une taille inférieure à cette limite (+
Phaeocystis). Les limites des seuils sont à discuter.
La composition taxonomique du phytoplancton sera abordée dans un premier temps sous
l’angle du rapport « Somme flore moins Diatomées/Diatomées ». Une augmentation de ce
rapport est une indication d’un déséquilibre dans les rapports entre nutriments N, P et Si
Sels nutritifs : il paraît difficile de retenir les sels nutritifs dans les indicateurs
d’eutrophisation du fait, entre autres, de leurs variabilités intra-annuelles. Ils sont retenus
comme paramètres explicatifs.
Les propositions de valeurs seuils et / ou de méthodologie, ainsi que les actions à entreprendre pour les
valider (simulations), sont détaillées dans les tableaux joints en annexe 1.
Autre notion évoquée : celle du choix des valeurs à retenir pour les seuils. Par exemple, A. Daniel
dans le RHLN, utilise les valeurs de chlorophylle obtenue en période de productivité, au dessus de 1,5
µg/L.
Les indicateurs intégrés, de type RHLN pour la Normandie (cf. rapport Anne Daniel, sous presse), ou
ceux du RSL pour les zones de transition que sont les lagunes méditerranéennes, seront examinés et
pourront servir de base à l’établissement des seuils.
Enfin la réflexion sur les indicateurs possibles à moyen terme, devra être poursuivie, par exemple :
• l’indicateur de composition par groupe écologique (voir annexe 2 M. Ryckaert)
• la cytométrie en flux (voir annexe 3 Thierry Laugier), qui permet un dénombrement des cellules et
une détermination de leur taille (avec prise en compte du picoplancton), mais qui sous-estime les très
grosses cellules et les espèces en chaîne. Le RSL a décrit cinq classes d’abondance pour cet indicateur.
• les indicateurs pigmentaires (HPLC) et la chémotaxonomie (cf. annexe 4 Luis Lampert et
annexe 5 Jean Prygiel), qui permettent un calcul efficace de la biomasse (y compris du nano et du
picoplancton), mais qui manquent de spécificité pour différencier certaines classes algales.
Enfin une étude en cours (A. Pastoureaud) doit permettre de comparer deux ans d’échantillons
cytométrie de flux / pigments HPLC / flore totale, sur toutes les lagunes méditerranéennes.
Compte-rendu
Code analytique
B110107
Classement
DIFFUSION : Groupe de travail + MEDD + Toutes Agences de l’Eau + Tous membres
du Groupe de travail DCE Eaux Littorales + Tous correspondants DCE Ifremer + B.
Beliaeff + A. Grouhel + M. Joanny + A. Romana
Annexe 1
Synthèse des propositions et des actions à entreprendre
indicateurs
Oxygène dissous
en mg.L-1
propositions
à faire
distribution des différentes valeurs
période productive (à voir : 5% et 95% des valeurs ?) d’O2 (surface et fond) dans les
données existantes
>6 ; entre 5 et 6 ; entre 2 et 5 ; entre 1 et 2 ; <1
Critères Miliquetus
représente l’oxygène
disponible pour les
simulations avec les différents
organismes vivants
Seuils proposés par JF Guillaud (Beaupoil et seuils
Bornens)
>5 ; entre 3 et 5 ; entre 2 et 3 ; entre 1 et 2 ; <1
Seuils A. Daniel pour RHLN
à cinq classes : à voir
Oxygène, % de
saturation
Utilisé par le RSL (en delta par rapport à la
saturation)
prend en compte le
résultat d’une
consommation ou
d’une production
Chlorophylle a
comparaison du percentile à 90% estimé sur une
zone donnée, avec les seuils :
<10 ; entre 10 et 20 ; entre 20 et 40 ; entre 40 et 50 ;
>50
indicateur
d’eutrophisation, et
bon indicateur de
biomasse (mais
risque de
surestimation, par la JF Guillaud
prise en compte de
valeur moyenne sur la période productive plus facile
cellules mortes en fin à manier
de bloom)
RHLN A. Daniel
seuils à cinq classes à voir ; médiane plutôt que
moyenne (pour lisser l’effet des pics) ; période
productive définie à partir du 1er bloom >1.5 µg.L-1
Critères RSL ?
Nutriments
ne peuvent pas être utilisés comme indicateurs
description des fréquences
minimales et des conditions
nécessaires pour que cet
indicateur soit pertinent (mesures
haute fréquence, surface + fond,
critère fréquence de crises, etc)
non retenu comme indicateur
DCE
distribution des différentes valeurs
de chlorophylle dans les données
existantes
déterminer les périodes
productives : faire tourner les
boites à moustaches du bulletin
pour la chlorophylle
définir les valeurs à utiliser : max,
moyenne, médiane, quartile, etc
simulations avec les différents
seuils
description des fréquences
minimales et des conditions
nécessaires pour que cet
indicateur soit pertinent (attention
à l’interprétation dans les
estuaires)
définir des critères d’aide à
l’interprétation, à partir des
exemples RNO, RSL et RHLN
Æ
indicateurs
propositions
Efflorescences
phytoplanctoniques différencie :
indicateur
d’eutrophisation, plus
spécifique que la
chlorophylle
- les blooms toutes espèces phyto (>105 cells.L-1)
critère = nombre de blooms cumulés sur cinq ans
<5 ; entre 5 et 10 ; entre 10 et 20 ; entre 20 et 40 ;
>40
- les blooms d’espèces nuisibles pour
l’écosystème (>106 cells.L-1)
critère = nombre de blooms cumulés sur cinq ans
0 ; entre 1 et 2 ; entre 3 et 5 ; entre 5 et 10 ; >10
à faire
codage des taxons sur la classe
de taille, et sur l’appartenance
aux différentes listes (espèces
nuisibles, espèces
d’efflorescences induites)
faire tourner les simulations à
partir des différentes propositions
et des différent seuils
détermination des cinq classes et
de critères d’interprétation
Propositions E. Nézan (retenues par le
groupe)
- toutes espèces phyto
utiliser un seuil différent selon taille des cellules
si <20 µm et non coloniale (nano) : seuil = 107
si >20 µm, ou colonies, (micro) : seuil = 106
- différencier efflorescences naturelles
(~ espèces siliceuses), et efflorescences induites
(~ espèces non siliceuses) indicatrices
d’eutrophisation ; rechercher les espèces cibles de
ces efflorescences induites (la liste comprend la
majorité des espèces nuisibles pour l’écosystème) ;
puis seuils par classe de taille
Composition du
phytoplancton
indicateur de
changement dans la
population ou dans la
diversité
Proposition du précédent groupe de travail
(cf. CSTS)
rapport dinoflagellés / diatomées
Proposition de ce groupe
rapport tout sauf diatomées / diatomées
Proposition E. Nézan
y ajouter le rapport espèces les plus compétitrices /
diatomées
espèces les plus compétitrices = euglénophycées +
prymnésiophycées + raphidophycées +
dinophycées + cyanobactéries
simulations à faire sur la
distribution de ces différents
rapports et leur évolution, dans
les données existantes
détermination des cinq classes et
de critères d’interprétation
Annexe 2
Application d’un codage sur les principaux groupes de phytoplancton sur les résultats
de 1992 à 1999. : Eperon (REPHY) 1992 à 1999, moyennes mensuelles
100%
80%
CHLORO
CYANO
FLAG
60%
EAUD
DINX
DINN
DINC
40%
DIAP
DIAI
DIAB
20%
br
e
no
ve
m
oc
to
br
e
br
e
se
pt
em
ju
ille
t
ju
in
ai
m
av
ril
m
ja
nv
i
ar
s
er
0%
Chloro : chlorophycées (surtout eau douce)
Cyano : cyanophycées
Flag : Flagellés (surtout Euglénophycées)
Eaud : eau douce autres
DINX : Dinoflagellés indéterminés
Dinn : Dinoflagellés nus
Dinc : Dinoflagellés cuirassés (à thèque)
Diap : Diatomées « pélagique »
Diai : Diatomées « intermédiaires » (milieu brassé très côtier)
Diab : Diatomées benthiques
Nombre de cellules (moyenne géométrique mensuelle) et % groupes codés.
300000
250000
Série10
Série9
200000
Série8
Série7
Série6
150000
Série5
Série4
Série3
100000
Série2
Série1
50000
0
janvier
f évr ier
mars
avril
mai
juin
juillet
août
sept embr e
oct obre
novembre
décembre
Annexe 3
Cytométrie en flux / phytoplancton
La biomasse, l’abondance et la nature du phytoplancton caractérisent la qualité de leur
environnement.
La biomasse est une caractéristique de ce compartiment relativement aisée à obtenir,
notamment par l’intermédiaire du dosage des pigments chlorophylliens. D’une façon
générale, il existe une bonne relation entre biomasse et abondance cellulaire du
phytoplancton. Cependant la quantité de chlorophylle cellulaire est dépendante des
caractéristiques environnementales, ce qui explique qu’il puisse exister une distorsion entre
quantité de chlorophylle a et abondance cellulaires.
La détermination et la quantification des composantes spécifiques du phytoplancton est sans
doute une des approches les plus riches en information, mais elles nécessitent des
observateurs systématiciens (fort peu nombreux) et surtout les techniques de
dénombrements sont très longues.
La cytométrie en flux représente une alternative (complémentaire) pour les dénombrements
cellulaires. Elle permet de dénombrer les cellules sur la base de leur fluorescence naturelle
(liée à leur contenu en chlorophylle) et de déterminer leur taille sur la base du phénomène de
diffusion lumineuse (« light scatter »). Cette approche est dite « ataxonomique » en ce sens
qu’elle s’intéresse uniquement à des caractéristiques cellulaires et ne permet pas de
dénommer les organismes. Cependant certains groupes peuvent être distingués sur la base
de leur fluorescence orange liée à la phycoérythrine comme les Cyanophycées (ou
cyanobactéries) ou les Cryptophycées notamment. La distinction de ces deux derniers
groupes reposera essentiellement sur des critères de taille, les Cyanophycées unicellulaires
les plus abondantes étant généralement de très petites tailles (le plus souvent <1µm) par
rapport aux Cryptophycées.
Cette technique permet en outre de prendre en compte le picophytoplancton (cellules dont la
taille est < 2-3µm) qui est apparu au fil de ces dernières années comme une composante
majeure du phytoplancton qu’il n’était pas possible de quantifier de façon courante.
Cette technique permet donc de considérer différentes classes de tailles de phytoplancton
dont les caractéristiques biologiques et physiologiques peuvent favoriser leur développement
suivant les caractéristiques environnementales.
Cette technique ne permet pas la distinction satisfaisante des cellules les plus grosses (au
delà de 25 -30µm) et des espèces qui se développent en chaîne (ou filament) qui sont sans
doute sous-estimées.
Cette technique a été utilisée à titre expérimental depuis 1999 dans le cadre du RSL. Seules
deux classes ont été considérées jusqu’à présent : les cellules inférieures à 2-3µm
(picophytoplancton) et les cellules de taille supérieure. Cinq classes d’abondance ont été
choisies de façon empirique, sur la base d’observations effectuées dans différents milieux et
à partir de la littérature. Les classifications obtenues sur cette base apparaissent cohérentes
avec celles basées sur d’autres critères physico-chimiques et biologiques.
Sur la base de l’expérience acquise au cours des différentes campagnes, un ajustement des
classes d’abondance peut être envisagé. Mais dans la mesure où la même analyse d’un
échantillon permet la distinction simultanée de plusieurs classes de tailles, en particulier
dans la gamme 0,5 à 20 µm, leur prise en compte pour la description du phytoplancton
Thierry Laugier
mai 2004
permettra vraisemblablement l’obtention d’un indice plus représentatif de sa« qualité » en
relation avec les caractéristiques du milieu.
Un développement potentiel de cette technique appliquée à l’étude du phytoplancton est
l’utilisation de marqueurs fluorescents qui devraient permettre selon leur nature d’améliorer
la distinction de groupes systématiques. .Il peut s’agir de marqueurs d’activité, mais
également de sondes fluorescentes caractéristiques de groupes, de genres, voire d’espèces.
Des travaux récents ont montré l’intérêt ou au moins de l’implication de différentes classes
de taille de phytoplankton vis à vis du fonctionnement des systèmes aquatiques en termes
de contribution à la production primaire, la biomasse, … en rapport avec les conditions
environnementales.
Quand l’eutrophisation augmente, la contribution du picophytoplancton à la prodution
primaire diminue. En revanche sa biomasse augmente (Agawin et al 2000, Bell & Kalff,
2001). La contribution du picophytoplancton à la production primaire est très différente si l’on
considère les cellules inférieures à 3µm ou si on sépare une classe de cellules inférieure à
2µm et une classe regroupant les cellules de 2 à 3µm (Vanucci & Bruni, 1998 ).
Gin et al 2000 ont montré que la contribution relative du picophytoplancton et du petit
nanoplancton (<8µm) à la biomasse de chlorophylle pouvait atteindre 40% quand la
biomasse totale est inférieure à 3µg.l-1, et 5% pour une biomasse voisine de 40 µg.l-1 dans
les eaux côtières de Singapour (augmentation de l’eutrophisation). Ansotegui et al, 2003 ont
montré également que la contribution des cellules <8µm pouvait atteindre 60 à 80% et celle
du picoplancton 10 à 40 % de la biomasse en chlorophylle a, avec une importance relative
qui augmente d'Avril à Novembre dans les eaux côtières et estuariennes du pays basque.
Ces quelques résultats montrent l’intérêt de la prise en compte de différentes classes de
taille du phytoplancton dans sa description en raison de leur implication dans le
fonctionnement des systèmes aquatiques, mais également en réponse aux variations des
conditions environnementales.
Agawin, N.S.R., Duarte, C.M., Agusti, S. 2000. Nutrients and temperature control of the
contribution of picoplankton to phytoplankton biomass and production. Limnol.
Oceanogr. 45: 591-600.
Ansotegui, A., Sarobe, A., Trigueros, J.M., Urrutxurtu, I., Orive, E. 2003. Size distribution of
algal pigments and phytoplankton assemblages in a coastal-estuarine environment:
contribution of small eukaryotic algae. J. Plankton. Res. 25: 341-355.
Bell, T., Kalff, J. 2001. The contribution of picophytoplankton in marine and freshwater
systems of different trophic status and depth. Limnol. Oceanogr. 46: 1243-1248.
Gin, K. Y-H., Lin, X., Zhang, S. 2000. Dynamics and size structure of phytoplankton in the
coastal waters of Singapore. J. Plankton Res. 22: 1465-1484.
Vanucci, S., Bruni, V. 1998. Presence or absence of picophytoplankton in the western Ross
Sea during spring 1994: a matter of size definition? Polar Biol 20: 9-13.
Thierry Laugier
mai 2004
Picophytoplancton été 2003
Le phytoplancton :
•
station centrale
•
Paramètres : abondance cellulaire (cytométrie en flux)
•
Période : 3 mois d ’été
•
Etat : paramètres le plus déclassant
VARIABLE
Très bon
Bon
Moyen
Médiocre
Mauvais
< 2µm
Cel/L 106
20
50
100
500
> 2µm
Cel/L 106
2
5
10
50
lfremer
www.ifremer.fr
Nanophytoplancton été 2003
1
Annexe 4
Indicateurs pigmentaires phytoplancton / chémotaxonomie
Aujourd'hui la chémotaxonomie pourrait aider dans certains cas, comme c'est l'obtention de
la biomasse des cyanophycées ou des petites cellules du nanophytoplancton, mais la
chémotaxonomie reste actuellement cantonnée a la différentiation par groupe phytoplancton
(diatomées, dinophycées, cryptophycées, chrysophycées...). Dans les eaux côtières et
surtout saumâtres, le rapport zéaxanthine / fucoxanthine pourrait nous donner un indice
d'eutrophisation. Mais il manque des études sur les pigments pour ce type d'utilisation.
Il y a très peu de pigments spécifiques et il se peut que les sondes nucléiques fassent
davantage de progrès dans ce domaine que les signatures pigmentaires dans les années à
venir.
Le cas des dinophycées est un cas difficile dès que l'on l'approche par le biais des pigments,
car bon nombre d'espèces possèdent des endosymbiontes d'autres classes algales, ce qui
ne permet pas d’identifier les biomasses des classes algales aisément.
A mon humble avis, la chémotaxonomie serait un outil précieux car nous nous
affranchissons des problèmes de taille de cellules, si problématique pour les
dénombrements au microscope. Mais nous ne pourrons pas nous passer d'un certain
nombre de dénombrements pour confirmer ce que les pigments nous suggèrent. Voici
quelques avantages et désavantages de la méthode chémotaxonomique :
Calcul de la biomasse phytoplanctonique par comptages microscopiques
• Faible reproductibilité (des choix de stockage, d’opérateur et de fixation des échantillons
différents contribuent à avoir des résultats divergents)
• Faible précision : ± 20% si 100 cellules du même type sont comptées (Loi de Poisson)
• Calcul des biomasses difficile : le calcul des biovolumes est peu précis car le rapport
biovolume / C est variable avec l’espèce
• Faible résolution : le microphytoplancton est bien résolu par le microscope optique, le
nanophytoplancton l’est difficilement et le picophytoplancton ne peut pas l’être. La
biomasse totale sera alors fortement sous-estimée si elle est composée de cellules
picophytoplanctoniques. Dans ce cas, l’utilisation d’un microscope à épifluorescence
peut améliorer le dénombrement des cellules autotrophes
• Faible représentativité : les caractéristiques de la population sont inférées à partir de
celles de l’échantillon. Dans le cas des comptages effectués dans le milieu côtier, les
cuves de décantation ont un faible volume (5, 10 ou 25 mL). Donc les phénomènes
d’hétérogénéité du milieu prennent ici toute leur importance
• Méthode lente : pour l’identification et le dénombrement en routine des échantillons
d’eau de mer, un opérateur peut compter entre 2 et 4 échantillons par jour
• Bonne résolution des espèces : pour le microphytoplancton, le microscope optique
permet
d’identifier
jusqu’au
niveau
de
l’espèce.
Quelques
espèces
nanophytoplanctoniques peuvent aussi être identifiées si la qualité des optiques utilisées
le permet
Luis Lampert
juin 2004
Calcul chémotaxonomique de la biomasse phytoplanctonique
• Bonne reproductibilité : les différences entre deux analyses ne dépassent que rarement
5%
• Bonne résolution : l’estimation de la biomasse phytoplanctonique est faite avec la même
précision indépendamment de leur classe de taille. Toute la biomasse autotrophe est
intégrée
• Bonne représentativité : 1 L ou plus sont en général filtrés pour effectuer les analyses
pigmentaires, donc il intègre un volume au moins 20 fois plus important que celui utilisé
dans les comptages par la technique d’Utermöhl
• Rapidité : avec un passeur automatique il est possible d’analyser 40 échantillons par
jour
• Impossibilité de déterminer l’espèce
• Difficulté à connaître a priori les rapports pigmentaires moyens représentatifs de chaque
classe algale dans la zone échantillonnée : ils sont souvent très dépendants des
conditions du milieu et des espèces dominantes, voire de la souche
• Manque de spécificité de certains biomarqueurs pour une classe algale : par exemple, la
fucoxanthine (diatomées, prymnésiophycées, chrysophycées), la zéaxanthine
(cyanophycées, chlorophycées), la chlorophylle b (chlorophycées, prasinophycées,
euglénophycées, quelques dinoflagellés). Ceci peut conduire à des aberrations dans
l’interprétation écologique.
Luis Lampert
juin 2004
Jean Prygiel
Agence de l'Eau Artois-Picardie
Mission Ecologie du Milieu
20 avril 2004
Annexe 5
Le phytoplancton et la Directive cadre
Intérêt d'une approche fonctionnelle basée sur les pigments
Il existe relativement peu d'information sur le phytoplancton comparé au phytobenthos et aux
diatomées en particulier. Le phytoplancton est un élément essentiel des cours d'eau d'ordre
supérieur ou égal à 3 (Reynolds & Descy, 1996) et cependant les réseaux de suivi qualitatif
et quantitatif sont rares et souvent limités aux grands fleuves internationaux comme le Rhin,
le Danube (http://www.midcc.at/) ou la Meuse (Friedrich et al., 1998; Ibelings et al., 1998).
Ceci peut être attribué d'une part à la très forte variabilité spatiale et temporelle du
phytoplancton (Autréaux-Noppe, 2000) et donc à la nécessité de disposer d'un grand
nombre d'échantillons qui rend les opérations de suivi onéreuses. D'autre part, la rareté des
données historiques utilisables rend difficile la proposition de conditions de référence (Kohler
& Descy, 2003). Enfin, le déterminisme des peuplements phytoplanctoniques est complexe
et fait intervenir de nombreux paramètres chimiques, physiques et biologiques (Bauer et al.,
2002, Gosselain et al., 1998; Wehr & Descy, 1998). Cette complexité a conduit à
l'élaboration de plusieurs modèles pour la gestion des grands cours d'eau (Garnier et al.,
1995; Everbecq et al., 2001; Kowe et al., 1998).
Les réseaux sont donc pour l'essentiel limités au seul suivi de la chlorophylle a comme en
France (Noppe & Prygiel, 1999; Prygiel , 2003) bien qu'elle ne permette pas de distinguer les
différents groupes d'algues présents dans la masse d'eau. La Chromatographie Liquide à
Haute Performance (HPLC) permet de caractériser la structure des communautés
phytoplanctoniques en séparant et en quantifiant différents pigments spécifiques (Wright et
al., 1991). Cette technique a été initialement développée pour le milieu marin et a été depuis
appliquée avec succès en milieu côtier et estuarien (Tester et al., 1995; Wong & Wong,
2003; Li et al., 2002) ainsi qu'en cours d'eau (Descy & Metens, 1996). Certains auteurs
recommandent toutefois un couplage de l'HPLC avec des observations microscopiques pour
valider la technique (Antosegui et al., 2001; Breton et al., 2000). Des procédures statistiques
telles que CHEMTAX peuvent également être utilisées (Mackey et al., 1996). Elles
permettent à partir des différents pigments identifiés en HPLC de partitionner la chlorophylle
a totale (biomasse algale totale) en chlorophylle a générée par chaque groupe algal (Pinckey
et al., 2001; Schülter & Mohlenberg, 2003; Schülter et al., 2000). Descy et al., 2000) ont
appliqué cette procédure également développée en milieu marin au phytoplancton des lacs
et ont constaté qu'une validation des données pigments restait encore à effectuer. D'autres
méthodes basées sur l'analyse de traits biologiques et écologiques (taille, forme, capacité à
fixer l'azote…) peuvent aussi être utilisées pour caractériser les aspects fonctionnels du
phytoplancton (Weithoff, 2003). L'utilisation d'indices de diversité, de similarité, de
dominance… est largement répandue, mais se révèle la plupart du temps décevante. En fait,
ce sont souvent les indices les plus simples qui sont souvent les plus efficaces (Tsirtis &
Karydis, 1998).
Dans les conclusions d'un colloque sur le phytoplancton des grands cours d'eau qui s'est
tenu à Berlin début 2003, Kohler et Descy (2003) constatent qu'aucune méthode ne satisfait
à ce jour aux exigences de la directive cadre mais que le suivi de la biomasse
phytoplanctonique est nécessaire dès lors que le temps de rétention des masses d'eau est
supérieur à 6 jours. Ces auteurs recommandent donc un suivi de la chlorophylle à l'aide de
normes ISO avec dénombrements et identifications des espèces phytoplanctoniques quand
la teneur en chlorophylle a est supérieure à 20 µg/l.
En conclusion, le recours aux mesures pigmentaires revêt plusieurs avantages :
• les analyses de pigments peuvent donner des indications sur la nature et l'abondance
des principaux groupes du phytoplancton, ce qui rend cette procédure compatible avec
la DCE,
• Cette technique est utilisable en milieu continental (cours d'eau et plans d'eau), en eaux
de transition (estuaires) et dans les eaux côtières,
• Le recours à des comptages et identifications n'est plus systématique mais reste
toutefois nécessaire pour calibrer les relations pigments/algues avant application en
routine et pour vérifier qu'il n'y a pas de dérive dans le temps de cette relation une fois
qu'elle est établie,
• Ce type d'analyse est plus rapide et moins onéreux que les analyses phytoplanctoniques
traditionnelles et autorise donc une fréquence d'échantillonnage plus grande, un bon
compromis pouvant être un prélèvement tous les 15 jours,
• Ce type d'analyse se prête plus facilement aux exercices d'intercalibration que les
comptages et déterminations qui souffrent d'un manque de standardisation et à
l'assurance qualité.
Références
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COMPTE RENDU DE REUNION – Fiche rédigée le 17 mai 2005
REDACTRICE : Anne Grouhel
DATE
OBJET
4 mai 2005
LIEU
BREST
réunion du groupe d'experts indicateurs DCE -"phytoplancton" – "hydrologie "
PARTICIPANTS
EXTERIEUR
Fabien Jouenne (Univ Caen)
Veronique Martin (Univ Nantes)
IFREMER
Catherine Belin
Anne Daniel
Cédric Fisson
Hubert Grossel
Anne Grouhel
Jean-François Guillaud
Luis Lampert
Thierry Laugier
Alain Lefebvre
Alain Ménesguen
Elisabeth Nézan
Mireille Ryckaert
RESUMES DES DISCUSSIONS
Les discussions portaient aussi bien sur les paramètres eux-mêmes que sur les grilles de lecture
associées (5 classes demandées par la DCE). Les deux points ont été traités successivement de manière
à couvrir au moins le choix des paramètres et des stratégies d'échantillonnage associées dans la durée
de cette réunion, les propositions concernant les grilles étant moins urgentes (fin de l'année). Les
propositions de recommandations pour chaque paramètre sont résumées dans un tableau à la fin du
compte-rendu.
- chlorophylle a :
• difficulté de définir la période productive sur des critères variables (de type : concentration
chlorophylle >2 µg/l), d'où une période de référence commune à l'ensemble des eaux côtières
(mars à octobre) et aux lagunes (juin à septembre). Avis divergent sur l'intérêt de suivre les
estuaires toute l'année.
• Non prise en compte des phéopigments qui sont trop variables, et trop difficiles à interpréter dans
les eaux de transition sauf pour les lagunes (phéopigments proviennent en grande partie du bassin
versant).
• Utilisation à court terme des images satellite pour les masses d’eaux côtières : elles peuvent
notamment concourir à l’établissement d’un état de référence de la teneur en phytoplancton des
eaux côtières françaises en permettant l’évaluation de la distribution statistique (donc de la
moyenne, de l’écart-type et des percentiles) des valeurs de chlorophylle dans chaque masse d’eau,
surtout celles qui s’étendent assez loin des côtes pour correspondre à plusieurs pixels fiables de
l’image satellitaire.
• Grille : accord sur l'indicateur percentile 90 mais intérêt de conserver également la valeur
maximale atteinte. Estimation d’une classe annuelle mais calcul du percentile 90 à partir de
l’ensemble des données recueillies sur la durée du plan de gestion (soit 6 périodes productives).
D’après les premières synthèses, la grille RHLN sera utilisée pour l’ensemble des eaux côtières et
on utilisera la méthode (valeur la plus déclassante) et la grille RSL pour les lagunes. La grille pour
les eaux estuariennes sera définie après une synthèse de données à recueillir auprès de collectivités
locales.
- efflorescences phytoplanctoniques – indicateur d'abondance :
• prise en compte des espèces "qui blooment" dans une seule classe de taille : microplancton (et
nanoplancton colonial) pour les eaux côtières, nanoplancton (?) pour les eaux de transition ;
• pour les lagunes, utilisation de la cytométrie de flux.
• seuil de définition du bloom : 100 000 en eau côtière, 106 en eau de transition
• stratégie d'échantillonnage calée sur la chlorophylle
- efflorescences phytoplanctoniques d'espèces nuisibles – indicateur de composition :
• la liste des espèces à identifier et dénombrer comprend les espèces toxiques pour la faune marine
et les espèces indicatrices d'un état d'eutrophisation (source : COI et amendements des experts
présents)
Supprimé : 20/09/
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
l'indicateur sera calculé à partir d'une sélection d' espèces du précédent.
le seuil de définition du bloom est porté à 106 dans les eaux côtières et 107 dans les eaux de
transition
température, salinité et turbidité : paramètres explicatifs (pas de grille)
paramètres à doser en parallèle de la chlorophylle et la flore phytoplanctonique
la turbidité devra être mesurée selon la nouvelle norme ISO 7027 (abandon du disque de Secchi et
des MES). et soutien par les images satellites (métrique en cours de définition).
oxygène dissous (en mg/l)
à mesurer in situ à l’aide de capteur polarographique, de capteur de luminescence ou au laboratoire
selon la technique dite de Winkler (Aminot 2004). A doser en parallèle de la chlorophylle et la
flore phytoplanctonique à la fois en surface et au fond seulement de juin à septembre.
pas de différences de stratégie entre eaux côtières et eaux de transition
Dans le cadre d'un contrôle opérationnel, la mesure en continu est recommandée
sels nutritifs : deviennent des paramètres explicatifs, dans le cadre du contrôle opérationnel
opérationnel (pas de grille)
pour les eaux côtières, suivi des sels nutritifs toute l'année uniquement dans le cadre du contrôle
opérationnel (fréquence mensuelle en hiver et par quinzaine au cours de la période productive)
pour les lagunes, suivi des sels nutritifs (nitrate et nitrite, phosphate, ammonium) toute l'année
(contrôle opérationnel et contrôle de surveillance).
Pour les lagunes, intérêt du dosage du NH3 qui pourrait être un indicateur d'eutrophisation
extrême. Techniquement, la mesure est délicate car elle doit être accompagnée de la mesure du
pH.
RELEVE DE DECISION et SUITE A DONNER
-
rédaction d'un cahier des charges technique qui définit les recommandations du groupe en
matière de surveillance des paramètres liés au phytoplancton et des paramètres physico-chimiques.
les grilles de lecture "définitives" sont à arrêter pour la fin de l'année.
pour les eaux estuariennes, Cédric Fisson fera la synthèse des données de chlorophylle a
disponibles sous forme d'histogramme pour préparer la définition des limites de chacune des 5
classes.
paramètre
zone géographique période de suivi
fréquence du suivi
durée du suivi par
plan de gestion
mars à octobre
mars à octobre
quinzaine
quinzaine
continu
continu
mars à octobre
quinzaine
continu
mars à octobre
quinzaine
continu
juin à septembre
toute l'année
quinzaine
Mensuel hiver
Quinzaine productive
continu
sub-surface et fond
Uniquement pour contrôle opérationnel
métropole
métropole
toute l'année
toute l'année
mois
mois
continu
continu
plusieurs niveaux dans la colonne d'eau
métropole
toute l'année
mois
continu
sous-ensemble du précédent
métropole
toute l'année
mois
continu
métropole
métropole
juin à septembre
toute l'année
quinzaine
Mensuel hiver
Quinzaine productive
continu
Méditerranée
Méditerranée
juin à septembre
juin à septembre
mois
mois
continu
continu
complément par cytométrie de flux
Méditerranée
juin à septembre
mois
continu
Méditerranée
juin à septembre
mois
continu
Méditerranée
Méditerranée
Méditerranée
juin à septembre
toute l'année ?
juin à septembre
mois
à définir
mois
continu
continu
continu
Eaux côtières
chlorophylle a métropole
abondance
métropole
phyto
composition
métropole
phyto
température,
métropole
salinité,
turbidité
oxygène
métropole
Sels nutritifs
métropole
Estuaires
chlorophylle a
abondance
phyto
composition
phyto
température,
salinité,
turbidité
oxygène
Sels nutritifs
Lagunes
chlorophylle a
abondance
phyto
composition
phyto
température,
salinité,
turbidité
oxygène
NH3
sels nutritifs
observations
sub-surface et fond
Uniquement pour contrôle opérationnel
contrôle opérationnel
Réunion : Indicateurs Phytoplancton pour la DCE - Méditerranée
Sète, 3 novembre 2005
Participants :
Ifremer
Extérieurs
Bruno ANDRAL, Toulon
Catherine BELIN, Nantes
Cedric FISSON, Nantes
Hubert GROSSEL, Nantes
Anne GROUHEL, Nantes
Thierry LAUGIER, Sète
Anne GOFFART, Stareso (Calvi), Aquapôle,
Université de Liège
Objectif de la réunion : finalisation des seuils pour l’indicateur chlorophylle et les
deux indicateurs phytoplancton, pour les masses d’eaux méditerranéennes (eaux
côtières –EC- et lagunaires), et recueil des argumentaires pour la rédaction finale du
document indicateur phytoplancton.
Supports : les deux derniers documents réalisés par Cedric (simulations des
indicateurs chlorophylle et phytoplancton, octobre 2005)
La réunion débute par une présentation d’Anne Goffart sur les spécificités des
communautés phytoplanctoniques superficielles de la baie de Calvi (Corse
occidentale), en résumé :
• diminution observée de 80% de la biomasse en chlorophylle de 1979 à 1998,
• associée en particulier à des modifications climatiques (augmentation des
températures, de l’insolation, diminution de la salinité, diminution du nombre de
jours de vent fort, etc)
• bloom modéré en 1999, pas de blooms entre 2000 et 2004, et en 2005 un bloom
important (> 2 µg.l-1),
• en conclusion : les variations annuelles de biomasse atteignent naturellement un
ordre de grandeur, sans apport anthropique, il faut donc tenir compte de cette
variabilité interannuelle ; il faut prévoir un échantillonnage toute l’année ; il serait
utile de définir des seuils différents pour les périodes stratifiées (Calvi : juin à
octobre), et mélangées.
Le suivi du phytoplancton est assuré en baie de Calvi depuis plus de 25 ans, avec
une différenciation des grands groupes phytoplanctoniques sur la base d’une
analyse pigmentaire par HPLC. Il n’y a pas d’identification taxinomique précise des
espèces.
Chlorophylle
Métrique choisie : percentile 90
• permet la prise en compte d’une grande partie des données, y compris les pics,
sans toutefois les valeurs extrêmes de ces pics,
• lisse moins que la moyenne ou la médiane,
• validation faite sur de nombreuses données de différents réseaux.
Catherine Belin
1/4
Périodes productives : celles qui ont été retenues pour les dernières simulations
sont à revoir.
Pour les EC
Il est difficile de déterminer une période productive, l’échantillonnage doit donc être
assuré toute l’année. Etant donné l’effort d’échantillonnage à assurer en plus de
celui existant, il est décidé de se baser sur les sites de référence, qui seront
échantillonnés tous les ans, une fois par semaine de janvier à juin, et une fois par
quinzaine de juillet à décembre.
• en Corse, le site de Calvi sur la côte ouest est déjà un site de référence, il en
sera choisi un autre sur la côte est (Campoloro ?). Les quatre autres sites corses
seront échantillonnés seulement tous les mois. Il faudra prévoir la possibilité
ultérieure de moduler l’indicateur en quantifiant annuellement les écarts
éventuels au site de référence,
• pour le littoral LR et PACA, outre les points REPHY existants, les données
SOMLIT de Banyuls seront sollicitées, la chlorophylle sera activée à Villefranche.
Trois parmi les sites de référence seront choisis pour une fréquence soutenue
(probablement Iles du Levant, Côte Bleue et un en LR), les 4 ou 5 restants seront
échantillonnés une fois par mois.
Lagunes
Le RSL a montré que les résultats des trois mois d’été (juin à août) suffisaient à
donner une image correcte de la biomasse.
Seuils
Les seuils testés dans les simulations (seuils dits « RHLN ») ne conviennent pas
pour les EC méditerranéennes, beaucoup plus oligotrophes que celles de l’Atlantique
(probablement à diviser par cinq en période mélangée, et par dix en période stratifiée
si on définissait des seuils différents selon les périodes). Il est nécessaire de refaire
tourner les simulations, et en particulier de traiter les données de Calvi en percentile
90, pour déterminer les seuils. Il est cependant décidé que deux grilles distinctes
devront être établies : une pour la côte à l’ouest du Rhône (ME FRDC01 à 06), l’autre
pour la côte est (ME FRDC07 à 10) + la Corse.
Pour les lagunes, les seuils RHLN conviennent.
Catherine Belin
2/4
Phytoplancton
Métrique choisie : cumul du nombre de blooms sur 6 ans1. Concerne deux
indicateurs :
• un indicateur d’abondance : blooms de toutes espèces, > 100 000 cellules par
litre,
• un indicateur de composition : blooms d’espèces nuisibles pour la faune marine,
ou d’espèces indicatrices d’eutrophisation, > 1 million de cellules par litre.
Périodes productives : celles qui ont été retenues pour les dernières simulations
sont à revoir.
Pour les EC
Toute l’année, avec les mêmes remarques pour les fréquences que pour la
chlorophylle : notion de sites de référence et de sites à fréquence allégée.
Pour les lagunes
Toute l’année également, les trois mois d’été n’étant pas du tout représentatifs des
blooms nuisibles. Pour que l’effort d échantillonnage reste raisonnable, il est décidé
que les lagunes présentant un état :
• bon, moyen ou médiocre du point de vue phytoplancton, seront échantillonnées
tous les ans,
• très bon, ou mauvais (sans prévision d’amélioration à court terme), seront
échantillonnées tous les trois ans seulement (mais celles en statut mauvais
seront soumises au contrôle opérationnel).
En 2006, les lagunes échantillonnées en plus de celles ayant un point REPHY
pourraient être : La Palme, Berre et Biguglia.
Seuils
Abondance
Une réflexion préalable sur l’ensemble des eaux françaises, et sur les résultats des
simulations, nous avait déjà conduit à considérer que l’ensemble des eaux françaises
présentait une situation satisfaisante en terme d’abondance : les seuils des classes
pour cet indicateur ne pouvaient conduire à un classement défavorable pour l’une
quelconque des masses d’eaux françaises. Cet indicateur a en effet tendance à
« défavoriser » les zones semi fermées ou confinées, qui sont pourtant souvent des
zones de production, et dans lesquelles la production abondante de phytoplancton
ne peut être considérée comme un facteur négatif.
1
métrique utilisée pour les simulations : celle ci pourrait être remplacée par le nombre de blooms
annuels calculé sur la base de six années d’observation, qui est équivalente mais plus lisible
Catherine Belin
3/4
Une simulation sera refaite sur les deux seules années 2003 et 2004, afin d’éviter les
biais induits par les flores partielles (non cohérentes avec l’indicateur dans les
données plus anciennes). Une seule grille de seuils sera choisie pour l’ensemble du
littoral, y compris la Méditerranée.
Composition
La liste des espèces nuisibles est à valider une dernière fois. Une simulation sera
refaite sur les deux seules années 2003 et 2004, comme pour l’abondance. Une
seule grille de seuils sera choisie pour l’ensemble du littoral, y compris la
Méditerranée, a priori proche de :
• bleu : 0 ou 1 bloom d’espèces nuisibles par an
• vert : 2 à 3 blooms
• jaune : 4 à 6
• orange : 7 à 9
• rouge : 10 et plus
Catherine Belin
4/4
44/25
Annexe 2
liste des documents de simulation
réalisés sur les données existantes
en 2005 et 2006
novembre 2006
45/25
Indicateur DCE pour le phytoplancton. C. Fisson, février 2005.
Indicateur DCE pour la physique. Oxygène dissous. C. Fisson, février 2005.
Indicateur DCE pour le phytoplancton. Efflorescences phytoplanctoniques. C. Fisson, février
2005.
Indicateur de biomasse chlorophylle a. Simulations de classement des masses d’eau DCE.
C. Fisson & C. Belin, octobre 2005.
Efflorescences phytoplanctoniques. Indicateur d’abondance. Indicateur de composition.
Calcul des indicateurs pour les masses d’eau DCE. C. Fisson & C. Belin, octobre 2005.
C. Fisson & C. Belin, novembre 2005.
Efflorescences phytoplanctoniques. Indicateur d’abondance. Indicateur de composition.
Calcul des indicateurs pour les masses d’eau DCE. C. Fisson & C. Belin, novembre 2005.
Façade Manche Atlantique. G. Durand, A. Pellouin-Grouhel, C. Fisson & C. Belin, janvier
2006.
novembre 2006
46/25
Annexe 3
liste des espèces dites « nuisibles pour l’écosystème », soit :
• les espèces toxiques et nuisibles pour la faune marine
• les espèces indicatrices d’eutrophisation
cette liste a été soumise à validation en novembre 2006, elle peut donc évoluer.
novembre 2006
47/25
en jaune : toxiques faune marine
en vert : indicatrices eutrophisation
classe des Dictyochophycées
DICT
Dictyocha
DICTFIB
Dictyocha fibula
DICTSPE
Dictyocha speculum
classe des Diatomophycées, ordre des
Centrales
CHAESOC
Chaetoceros socialis + radians
SKELCOS
Skeletonema costatum
classe des Dinophycées, ordre des
Gymnodiniales
AMPD
Amphidinium
AMPDCAK
Amphidinium carterae + operculatum
AMPDCRA
Amphidinium crassum
COCO
Cochlodinium
COCOPOL
Cochlodinium polykrikoides
GYDI
Gymnodinium + Gyrodinium
GYMN
Gymnodinium
GYMN-82
Gymnodinium chlorophorum
GYMNCAT
Gymnodinium catenatum
GYMNIMP
Gymnodinium impudicum
GYMNLOH
Gymnodinium lohmanni
GYRO
Gyrodinium
GYROSPI
Gyrodinium spirale
Gyrodinium corsicum
AKAS
Akashiwo
GYMNSPL
Akashiwo sanguinea
KARE
Karenia
GYMNBRE
Karenia brevis + papilionacea
GYMNNAG
Karenia mikimotoi
KARL
Karlodinium
KARLMIC
Karlodinium micrum
Oxyrrhinales
OXYR
Oxyrrhis
OXYRMAA
Oxyrrhis marina
novembre 2006
48/25
Peridiniales
ALEXHIR
Alexandrium hiranoi
ALEXMIN
Alexandrium minutum
ALEXTAM
Alexandrium tamarense + catenella + tamutum
ALEXCAT
Alexandrium catenella
ALEXTAR
Alexandrium tamarense
ALEX
Alexandrium
ALEXAFF
Alexandrium affine
ALEXAND
Alexandrium andersonii
ALEXINS
Alexandrium insuetum
ALEXLEE
Alexandrium leei
ALEXMAR
Alexandrium margalefii
ALEXOST
Alexandrium ostenfeldii
ALEXPSE
Alexandrium pseudogonyaulax
ALEXTUM
Alexandrium tamutum
ALEXTAY
Alexandrium taylorii
GONY
Gonyaulax
GONYDIG
Gonyaulax digitale
GONYSPI
Gonyaulax spinifera
GONYVER
Gonyaulax verior
PROTRET
Gonyaulax grindleyi
LING
Lingulodinium
LINGPOL
Lingulodinium polyedrum
KRYP
Kryptoperidinium
KRYPFOL
Kryptoperidinium foliaceum
SCRI
Scrippsiella + Ensiculifera + Pentapharsodinium
+ Bysmatrum
BYSM
Bysmatrum
BYSMSUB
Bysmatrum subsalsum
HETC
Heterocapsa
HETENIE
Heterocapsa niei
HETETRI
Heterocapsa triquetra
KATOROT
Heterocapsa rotundata
PROIQUI
Peridinium quinquecorne
Prorocentrales
PRORMEX
Prorocentrum mexicanum + rhathymum
PRORMIN
Prorocentrum minimum + balticum + cordatum
PROR
Prorocentrum
PRORCOM
Prorocentrum compressum
PRORCON
Prorocentrum concavum
PROREMA
Prorocentrum emarginatum
PRORGRA
Prorocentrum gracile
novembre 2006
49/25
PRORLIM
Prorocentrum lima + marinum
PRORMIC
Prorocentrum micans + arcuatum + gibbosum
PRORSCU
Prorocentrum scutellum
PRORTRI
Prorocentrum triestinum
classe des Euglénophycées
CLEUGLE
Euglenophyceae
OREUGLE
Euglenales
FMEUGLE
Euglenaceae
EUGL
Euglena
PHAC
Phacus
OREUTRE
Eutreptiales
FMEUTRE
Eutreptiaceae
EUTA
Eutreptiella
EUTR
Eutreptia
classe des Prymnésiophycées
CLPRYMN
Prymnesiophyceae
ORCOCCO
Coccolithophorales
FMCALCI
Calciosoleniaceae
ANOS
Anoplosolenia
FMCALYP
Calyptrosphaeraceae
CALY
Calyptrosphaera
FMCOCCO
Coccolithaceae
COLI
Coccolithus
COLIPEL
Coccolithus pelagicus
EMIL
Emiliania
EMILHUX
Emiliania huxleyi
FMHYMEN
Hymenomonadaceae
PLRY
Pleurochrysis
PLRYROS
Pleurochrysis roscoffensis
FMRHABD
Rhabdosphaeraceae
ACAO
Acanthoica
FMSYRAC
Syracosphaeraceae
SYRA
Syracosphaera + Coronosphaera +
Caneosphaera
ORPRYMN
Prymnesiales
FMPHAEO
Phaeocystaceae
PHAE
Phaeocystis
FMPRYMN
Prymnesiaceae
CHRU
Chrysochromulina
CHRUHIR
Chrysochromulina hirta + ericina + spinifera
CHRUPAR
Chrysochromulina parkeae + pringsheimii
CORB
Corymbellus
CORBAUR
Corymbellus aureus
novembre 2006
50/25
PRYM
Prymnesium
classe des Raphidophycées
CLRAPHI
Raphidophyceae
ORRAPHI
Raphidomonadales
FMVACUO
Vacuolariaceae
CHAT
Chattonella
CHATMIN
Chattonella minima
FIBR
Fibrocapsa
FIBRJAP
Fibrocapsa japonica
HETG
Heterosigma
HETGCAR
Heterosigma akashiwo
OLIS
Olisthodiscus
classe des Cyanobactéries
CLCYANO
Cyanobactéries (= Cyanophycées)
ANAB
Anabaena
ANAE
Anaebaenopsis
MERI
Merismopedia
MICO
Microcystis
NOST
Nostoc
OSCI
Oscillatoria
novembre 2006

Recommandations techniques pour le contrôle de - envlit

Transcription

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