Relier l`Europe : Retracer les migrations des chauves

Relier l’Europe :
Retracer les migrations des chauves-souris grâce
empreintes isotopiques contenues dans leurs poils
aux
Ana G. Popa-Lisseanu et Christian C. Voigt
Traduction : O. Vinet - GCLR
Introduction
Les chemins empruntés par les espèces migratrices sont semés d’embûches et de nombreux
dangers. Ces espèces ont depuis longtemps été reconnues comme méritant une attention particulière
(Convention de Bonn de 1979 sur les espèces migratrices). Cependant, les efforts de conservation
envers ces espèces seront toujours vains s’ils ne sont pas concentrés parallèlement sur les gîtes de
reproduction et ceux d’hibernation, gîtes qui sont souvent situés à des centaines voire des milliers de
kilomètres de distance les uns des autres. Et cette double conservation est souvent difficilement
réalisable en raison de notre connaissance limitée des flux et des stratégies migratoires, mais aussi à
cause de la difficulté de coordonner la conservation à une échelle supranationale.
Les schémas migratoires des chauves souris sont particulièrement énigmatiques en raison de la petite
taille des bêtes et de leur comportement encore mystérieux. La recapture de chauves souris baguées
est extrêmement rare, à tel point que les connaissances sur les voies de migration en Europe sont
encore très partielles et restent essentiellement centrées sur les quelques sites où des efforts groupés
ont été suffisamment intensifs pendant plusieurs décennies. Et la technique de marquage-recapture
de chauves souris migratrices est très coûteuse en temps, en argent et nécessite en plus une main
d’œuvre élevée.
Si on se réfère à une synthèse récente de données et à la littérature sur les chiroptères européens, au
minimum quatre espèces pratiquent une migration sur de longues distances (de plusieurs centaines à
3000-4000 km) en Europe : Vespertilio murinus, Pipistrellus nathusii, Nyctalus noctula et Nyctalus
leisleri (Hutterer et al. 2005 ; fig. 1). Ces quatre espèces sont inscrites à l’annexe II de la convention
sur les espèces migratrices. Les connaissances en matière de flux migratoires et de leur distribution
générale sont restreintes et même quasiment inexistantes pour l’Est et l’Ouest de l’Europe. En outre,
aucune donnée sur la très rare Grande Noctule ne permet de valider les hypothèses formulées sur
son statut d’espèce migratrice. Globalement, les schémas migratoires en l’Europe centrale suivent un
axe nord-est sud-ouest, avec les gîtes de reproduction généralement localisés à l’extrême nord-est
(voir fig. 2).
Figure 1. Deux exemples de chauves souris migratrices européennes, la Sérotine bicolore (gauche) et
la Noctule de leisler (droite)
La découverte selon laquelle les schémas météorologiques ou environnementaux créent des
gradients géographiques de grande échelle détectables dans des signatures isotopiques à travers les
continents (Bowen et al. 2005),
signatures que l’on retrouve dans les
tissus des animaux suite au processus de
la chaîne alimentaire ou à l’eau de pluie
ingérée, a conduit à une nouvelle ère
prometteuse pour l’étude de la migration
animale. La recherche récente suppose
que l’analyse des isotopes de l’hydrogène
2
(par exemple le deuterium – δD ou δ H)
et dans une moindre mesure de
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l’oxygène (δ O), dans les tissus de
l’année tels que les plumes ou les poils,
apporte la meilleure preuve isotopique
pour retracer l’origine géographique des
animaux migrateurs (Hobson 2005). Les
cartes de distribution basales des
isotopes de l’eau montrent un fort
gradient en Europe avec une baisse de
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δD et δ O plus on va vers le nord-est
(Hobson et al. 2004 ; Bowen et al. 2005 ;
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fig. 2). Les valeurs de δD et δ O dans les
2
plantes et dans les consommateurs
Figure 2. Profil du δ H en Europe (précipitations
primaires et secondaires correspondent
moyennes annuelles), à partir du site www.water
typiquement à ces mêmes valeurs
isotopes.org. Les lignes noires représentent les voies
d’isotopes dans les précipitations locales
migratoires de Noctules de leisler baguées recapturées
(Hobson et Wassenaar 1997). Les
(Hutterer et al. 2005). Ces quelques lignes sont le résultat
chauves-souris des zones tempérées
d’environ 5000 individus bagués en plus de 50 ans.
renouvèlent leurs poils 1 fois par an, en
général à la fin de la saison de reproduction pour les femelles et quelques semaines plus tôt pour les
mâles (Niethammer et Krapp 2004). Pour les chauves souris migratrices, la mue a lieu avant la
migration et toujours dans le gîte de reproduction (Cryan et al. 2004). Un poil étant un tissu sans
métabolisme propre après sa synthèse, nous espérons que les poils provenant de chauves souris
migratrices capturées à l’automne ou en hiver dans ou autour du gîte d’hibernation ou le long des
voies de migration pourront révéler la signature isotopique des eaux de pluie relatives aux gîtes de
reproduction, comme ça a pu être démontré pour les plumes d’oiseaux européens sédentaires
(Hobson et al. 2004) ; et de ce fait nous permettront de relier les gîtes de reproduction et d’hibernation
et ainsi reconstruire les flux de migration. Les objectifs de ce projet sont les suivants :
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(1) Elaborer une carte européenne des isotopes du δD (et δ O) présents dans les poils de
chauves souris en utilisant des espèces sédentaires, non migratrices (fig. 3). Ceci nous
permettrait de préciser les relations entre δD dans les poils (δDh) et δD dans les précipitations
(δDp).
Figure 3. Les données issues de chauves souris sédentaires à large distribution, telles que Myotis
myotis (gauche) et Pipistrellus pipistrellus (droite), pourront servir à la création de cartes de référence
des isotopes des poils en Europe.
(2) Calculer le δDh des populations de chauves
souris migratrices (figs. 1, 4 et 5), y compris
la Grande Noctule (fig. 6) pour qui le statut
migratoire est encore actuellement inconnu,
en les capturant dans les gîtes de
reproduction où les poils ont poussés.
(3) Valider le potentiel de cette technique en y
incluant des échantillons d’origine connue.
Nous utiliserons pour ça des spécimens
bagués de muséums qui ont été recapturés
mort durant leur migration et dont les voies
de migration sont donc connues.
Figure 4. Pipistrellus nathusii
Figure 5. Colonie de reproduction de la chauve
souris migratrice Nyctalus noctula
(4) A partir des infos récoltées via les
objectifs 1-3, déterminer l’origine
reproductrice des chauves souris
migratrices échantillonnées durant
l’automne et l’hiver dans toute l’Europe
dans l’espoir de : a) construire une
carte inédite des flux migratoires de
chauves souris en Europe ; b)
expliquer les différentes stratégies
migratoires entre les espèces, et aussi
entre les différentes populations et
selon les sexes d’une même espèce ;
et ceci en fonction de facteurs
environnementaux,
morphologiques
et/ou physiologiques ; c) identifier les
régions et habitats de première
importance pour la protection de ces
espèces migratrices. Les résultats
seront discutés dans un réseau
international de chercheurs et de
conservateurs intéressés par le sujet et
qui auront collaboré au projet. Le but
final est d’élaborer un guide de
prescriptions de gestion pour la
protection
des
chauves
souris
migratrices en Europe.
Méthode
Collecte d’échantillons
Les échantillons de poils des espèces sédentaires seront prélevés sur des individus vivants capturés
à travers l’Europe (obj 1). Pour la validation expérimentale, nous utiliserons des poils prélevés sur des
spécimens de Noctules communes baguées mortes durant la migration ou l’hibernation et stockées
dans les muséums (obj 3). Pour l’obtention d’échantillons de poils de chauves souris vivantes, deux
séances de captures seront menées par tous les participants en Europe, l’une au printemps au début
de la saison de reproduction (obj 2) et l’autre en automne - hiver juste avant l’hibernation (obj 4). Une
toute petite quantité de poils (environ 0,1 mg ; voir fig. 6) sera prélevée de la région scapulaire de
chaque chauve souris et stockée dans un tube en plastique pour des analyses ultérieures.
Analyse des isotopes
Les isotopes stables de l’oxygène et de l’hydrogène seront analysés pour tous les échantillons dans le
laboratoire d’isotopes stables du IZW. La procédure comprend la pyrolyse des échantillons dans un
analyseur élémentaire à combustion thermique, et l’analyse par spectrométrie de masse à flux continu
des ratios d’isotopes.
Figure 6. Grande Noctule après collecte des poils (la flèche jaune indique la
région interscapulaire où les poils ont été récoltés)
Cartographie des isotopes contenus dans les poils des chauves souris et relations
entre δDh /δ18Oh et δDp/δ18Op
L’utilisation du Système d’Information Géographique (SIG) permettra de référencer toutes les localités
des collections de poils de chauves souris sédentaires à travers l’Europe, et les valeurs d’isotopes
obtenus pour ces chauves souris seront saisies sous chaque localité. Ces cartes seront ensuite
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comparées avec les cartes européennes de base de δDp et δ Op disponibles sur
http://www.waterisotopes.org (valeurs printanières et moyennes annuelles). Les relations entre les
isotopes de l’eau de pluie et des poils seront ensuite recherchées grâce à des analyses de régression.
Le modèle obtenu nous permettra de créer des cartes des grands ensemble d’isotopes des poils de
chauves souris à travers l’Europe.
Interprétation des voies de migration et des stratégies de déplacement des espèces
de Noctules
L’empreinte isotopique des poils de chauves souris migratrices sera reliée aux cartes des grands
ensembles des isotopes de poils de chauves souris. Ces cartes serviront à l’estimation des origines
latitudinales des chauves souris capturées durant l’automne et le début de l’hiver.
Références biblio :
Bowen GJ, Wassenaar LI, Hobson KA (2005). Oecologia 143: 337–348.
Cryan PM, Bogan MA, Rye RO et al. (2004). J. Mamm. 85: 995–1001.
Hobson KA, Bowen G, Wassenaar LI et al. (2004). Oecologia 141: 477–488.
Hobson KA, Wassenaar L (1997). Oecologia 109: 142-148.
Hobson KA, Wassenaar LI, Taylor OR (1999). Oecologia 120: 397–404.
Hutterer R, Ivanova T, Meyer-Cords C. et al. (2005). Bat migrations in Europe: a review of banding
data and literature. Federal Agency for Nature Conservation, Bonn.
Lathja K, Michener RH (1994). Stable isotopes in ecology and environmental science. Blackwell.
Niethammer J, Krapp F. Handbuch der Säugetiere Europas 4. Aula-Verlag, Wiesbaden, Germany.
Crédits photo : Bat Protection Foundation Switzerland (SSF), http://www.zwergfledermaus.de, Ana G.
Popa-Lisseanu.
Protocole de terrain
Instructions générales
Il y aura deux périodes de captures en Europe en 2008, la première au printemps avant la période de
reproduction, et la seconde à l’automne pendant la saison du rut. Les premières captures pourront
avoir lieu de mars à mai 2008 (en fonction bien sûr de l’arrivée ou du début d’activité des chauves
souris dans votre région). Les secondes devront avoir lieu préférentiellement entre la fin août et
novembre 2008, quand les espèces migratrices seront arrivées sur leurs sites de rut puis
d’hibernation. Nous éviterons la saison de reproduction car elle coïncide avec la période de mue, et
nous risquerions alors de mélanger des poils d’années différentes. Le même calendrier pourra
s’appliquer à la fois pour les espèces migratrices mais aussi pour les non migratrices. Ceci étant dit, si
vous avez la possibilité de collecter des poils à partir de chauves souris capturées à n’importe quelle
période de l’année (par exemple si vous avez des captures planifiées à d’autres moments de l’année),
n’hésitez pas à le faire, ça pourra être utile. Et si vous ne pouvez capturer des bêtes dans votre
secteur que pendant la saison de reproduction, collectez également même s’il y a des risques de
mélange de nouveaux poils avec les anciens (auquel cas, ayez l’obligeance de bien préciser dans les
observations si vous voyez des signes de mue).
Nous sommes maintenant intéressés par l’acquisition d’échantillons provenant de toutes les espèces
migratrices (Nyctalus leisleri, Nyctalus noctula, Vespertilio murinus et Pipistrellus nathusii), les
espèces potentiellement migratrices (Nyctalus lasiopterus) et aussi tout espèce non migratrice
facilement capturable (particulièrement Myotis myotis, Myotis daubentoni, Pipistrellus pipistrellus,
Eptesicus serotinus, Plecotus sp., etc), en évitant les espèces fragiles tels que les Rhinolophidae. Il
n’existe pas encore de consensus sur les espèces typiques pour leur comportement sédentaire. Des
études récentes de certains de nos collaborateurs laissent entrevoir le fait que P. pipistrellus peut
aussi pratiquer des migrations (pour plus d’informations à ce sujet, contacter Josef Bryja en Hongrie).
Nous sommes preneur de toute information ou avis sur un choix des meilleures « références » de
chauves souris au comportement sédentaire typique, idéalement deux espèces qui auraient en plus
une large distribution en Europe.
Nous nous posons des questions sur la variabilité isotopique inter-individuelle à l’intérieur d’une même
population ; afin de pouvoir estimer cette variabilité, nous avons besoin de quantités relativement
importantes d’échantillons. En plus, les mâles et les femelles (et les jeunes, bien qu’ils soient difficiles
à identifier !) sont connus pour avoir de grandes différences en terme de comportements migratoires.
Pour ces raisons, la taille optimum d’un échantillon serait de 20 individus (10 mâles et 10 femelles)
pour chaque espèce et dans chaque site d’échantillonnage. Ces chiffres s’appliquent à la fois
pour les espèces migratrices et pour les espèces sédentaires. Cependant, il ne faut pas se
décourager à la vue de cet objectif. Nous connaissons la difficulté que cela représente et nous nous
attendons à travailler majoritairement avec des échantillons beaucoup plus réduits. Si vous pouvez
facilement échantillonner plus de 20 bêtes / site et par espèces, ce serait évidemment mieux, et donc
faites-le !
1. Capture des chauves souris : Utilisez la méthode de capture avec laquelle vous êtes le plus
familier dans votre aire d’étude. L’échantillonnage et la collecte sur les espèces de chauves
souris non migratrices peuvent être réalisés au gré de n’importe quel événement de capture
que vous ferez à propos d’autres projets, comme par exemple le suivi des grottes, etc. Les
espèces migratrices sont habituellement plus complexes à capturer. Si vous disposez de gîtes
de reproduction individuels dans des nichoirs artificiel, la méthode la plus simple revient à
saisir les bêtes à la main directement dans le nichoir (ceci peut être fait en plein jour). Si vous
connaissez des gîtes de reproduction sylvestres, une bonne solution consiste à tendre un filet
japonais à une petite distance de la cavité (en barrant le chemin de sortie des animaux), et de
les capturer à leur sortie de gîte (ou inversement à leur retour au gîte, bien que ce soit
souvent plus facile à la sortie de gîte puisque les chauves souris se laissent généralement
tomber sur une petite distance, ce qui autorise la pose du filet un peu plus bas que la cavité).
Enfin si vous ne connaissez pas de gîtes de reproduction, mais que vous savez que certaines
espèces migratrices sont fréquentes dans un secteur donné, les filets peuvent être posés à
proximité ou au dessus d’un étang, de sources, ou d’un plan d’eau souvent utilisé par les
chauves souris pour boire.
2. Prière de bien enregistrer toutes les informations concernant la chauve souris en les
détaillant dans la fiche de terrain (poids, longueur de l’avant-bras si possible, sexe, âge, etc.).
3. Collecte des poils : Prendre les poils sur le dos de la chauve souris, en évitant de couper les
poils trop près de leur base (afin de ne pas couper aussi des nouveaux poils si la chauve
souris a débuté sa mue - bien que ce soit peu probable si l’échantillonnage a lieu au
printemps ou à l’automne - et aussi afin de ne pas laisser un patch de peau nue sur la bête).
La masse de poils nécessaire pour les analyses est d’environ 0,1 à 0,3 mg ; pour se donner
une idée cela correspond approximativement à un petit ¼ de la hauteur d’un tube Eppendorf
de 1,5 ml (ou à un tube de 0,5 ml rempli sans compacter les poils). Il n’est pas nécessaire
d’en couper trop, une petite quantité est suffisante. Un spécialiste nous a averti de ne pas
prélever tous les poils à partir de la région du cou, puisque c’est dans cette partie du corps
qu’il y a des graisses brunes nécessaires à la production de chaleur et qui a donc un besoin
plus important d’isolation thermique.
o Faites attention à ne pas prélever les poils dans un secteur soumis au vent !
o Faites attention à bien nettoyer vos ciseaux ou pinces à épiler (avec un simple
mouchoir en papier par exemple) entre chaque prélèvement pour ne pas mélanger
les poils de différents individus dans le même tube !
o Etiquetez les tubes à l’aide d’un crayon indélébile et en indiquant le numéro de
bague ou l’identifiant de la chauve souris (si possible, indiquez-le à la fois sur le
bouchon et aussi à l’intérieur du tube), et avec la date de capture (seulement dans
le tube).
4. A moins d’avoir d’autres objectifs, relâchez la chauve souris aussi rapidement que possible
sur le site de capture
Et prière de travailler en possession un permis de capture délivré par les autorités locales en
vue de la capture de chauves souris et du prélèvement de poils !
Instructions pour le remplissage de la feuille de terrain
Location : pays et localité de capture (incluant les noms locaux) et si possible précisez l’UTM
(système de coordonnées « Universal Transverse Mercator », le Languedoc-Roussillon est en 31T,
voir en fin de document pour les autres localités)
Date of capture : dans un format européen (JJ/MM/AA)
Time of capture : c’est mieux dans un format 20 :30 (que 8 :30 pm)
Mode of capture : Directement à la main dans un nichoir, au filet tendu à proximité immédiate des
gîtes de reproduction en sortie ou retour de gîte, au filet au dessus d’un plan d’eau, etc.
Captured by : noms des personnes qui ont capturé les bêtes
Species identified by : nom des personnes qui ont identifié les bêtes
Dans la colonne # / R, prière de cocher l’espace disponible avec un X si la chauve souris est une
recapture.
Band / Id. Nr : Si l’individu est bagué, numéro de la bague. S’il ne l’est pas, merci de créer un numéro
d’identification pour chaque individu en appliquant le principe suivant : Les deux lettres du pays (FR
pour la France), AAMMJJ – la première lettre du nom de genre, les deux premières lettres du nom
d’espèce, le numéro d’échantillon de cette espèce (par exemple, la deuxième Noctule de leisler non
baguée capturée et échantillonnée le 10 avril 2008 en Bulgarie, aurait l’identifiant BG080410-Nle02).
Et c’est le même identifiant (bague/id) qui devra être reproduit sur le tube en plastic contenant les
poils.
Sex : Symboles pour male ♂ et femelle ♀.
Age : Ad pour adulte, Y pour jeune, Laissez un blanc si vous n’êtes pas sûrs de vous. Pour les
Noctules, les jeunes peuvent être distingués par la transparence des liaisons métacarpe - phalanges
correspondant aux plaques de cartilage se transformant ensuite en os). Mais vers la deuxième
quinzaine d’août, cette méthode devient quasiment inutilisable. Pour les captures au printemps ou à
l’automne, il est peu probable que vous puissiez les différencier (ou si vous avez une technique, merci
de nous la signaler !). La valeur de l’usure des dents pourra aussi nous être utile pour estimer l’age de
certains individus (voir ToothW).
Forearm L : longueur de l’avant bras exprimé en mm (certaines personnes essayent de ne mesurer
que la longueur de l’os, mais ici nous nous référerons à la mesure classique de la « structure avant
bras », incluant a peau, etc).
Body mass : en grammes avec une décimale. La meilleure mesure de la masse est prise avec
estomac vide (et donc au moment de la sortie de gîte), mais ça n’est pas toujours possible (par
exemple quand les bêtes ont été capturées au milieu de la nuit sur des plans d’eau ou au retour au
gîte connu).
ToothW : usure des dents, merci d’estimer l’état de la dentition des individus via une échelle de 0 à 4
(0 = dents parfaitement pointues, 4 = dentition très usée). Ceci nous servira éventuellement à estimer
l’age des individus de certaines espèces.
Observations : Indiquez ici tout ce qui vaut la peine d’être mentionné, comme par exemple n’importe
quel blessure sur l’individus, comportement particulier, caractère phénotypique spécifique, mode de
capture différant de la liste proposée, un détail particulier sur le lieu de capture, si un autre type
d’échantillon a été collecté sur la bête (ex : biopsie), etc.
Merci de noter, en pied de page, le numéro de la page sur le nombre total de pages (pour ce jour
donné).
Matériel nécessaire pour le travail de terrain
-
Equipement de capture (filets japonais, échelle pour la vérification des nichoirs, gants de cuir
pour tenir les bêtes, etc) ;
-
Pochons en tissu (ou boîtes en bois) pour garder les bêtes ;
-
Pied à coulisse pour la mesure de l’avant bras (pas obligatoire mais préférable) ;
-
Balance portative pour peser les mes chauves souris ;
-
Petits ciseaux pour couper les poils (si possible pas trop pointus pour ne pas blesser la bête,
même de simples ciseaux à couture pourraient faire l’affaire) ;
-
Tubes Eppendorf ou tubes en plastique similaires pour stocker les échantillons de poils ;
-
Pince à épiler pour saisir les poils et les transférer dans les tubes ;
-
Mouchoirs en papier pour nettoyer le matériel ;
-
Crayon indélébile (à pointe fine) pour étiqueter les tubes ;
-
Idéalement, petites boites en carton pour garder et organiser les tubes Eppendorf ;
-
Feuilles de terrain.
Pour tout commentaire sur ce protocole ou si vous souhaitez proposer des alternatives, merci de
contacter [email protected]
Coordonnées UTM pour l’Europe.