IMAGEN hMPV [FR] - Thermo Fisher Scientific

IMAGEN hMPV
FR
K612511-2
Test par immunofluorescence directe destiné à la
détection du métapneumovirus humain (hMPV).
1. INTÉRÊT
Le test IMAGEN™ Human Metapneumovirus (hMPV) est un
test qualitatif destiné à la détection directe du hMPV par
immunofluorescence dans des échantillons cliniques.
2. RÉSUMÉ
Le métapneumovirus humain (hMPV) est un virus à ARN
sphérique enveloppé de la famille des Paramyxoviridae, sousfamille des Paramyxovirinae et il a été classé dans le genre
Métapneumovirus1. Le hMPV est le seul virus de ce genre qui
affecte l'homme, les autres virus incluant les pneumovirus
aviaires A, B, C et D2,3.
Ce virus a été découvert aux Pays-Bas en 2001. Il a ensuite été
détecté partout dans le monde, largement associé aux infections
respiratoires de la petite enfance et de l'enfance, mais il est
présent dans tous les groupes d'âge4,5.
À l'instar des autres virus respiratoires courants y compris le RSV
et l'influenza, le hMPV est responsable d'épidémies saisonnières
concentrées sur les mois d'hiver. Ses symptômes sont très
similaires à ceux des patients infectés par le RSV comprenant
principalement une fièvre associée à des symptômes des voies
aériennes supérieures tels que la toux et une congestion nasale5,6.
Cependant, le hMPV a également été associé à des maladies plus
graves et des symptômes affectant les voies aériennes inférieures,
tels que la pneumonie et la bronchiolite6 7.
Il a également été lié à une exacerbation de l'asthme et à une
respiration sifflante chez les individus infectés, mais certaines
évidences tendent à prouver qu'il n'est pas une cause de
respiration sifflante aussi courante que le RSV et les rhinovirus8,9.
L'association du hMPV à des co-infections, particulièrement avec
le RSV, a été démontrée10.
Les méthodes de diagnostic étaient antérieurement basées
sur PCR, car la culture du hMPV dans la plupart des lignées
cellulaires couramment utilisées pour isoler les virus respiratoires
est lente11,12. Cependant, des anticorps monoclonaux capables
de détecter le hMPV dans les prélèvements nasopharyngés
ont été décrits et le concept d'une analyse traditionnelle par
immunofluorescence a dorénavant été prouvé13.
Un test par immunofluorescence directe utilisant des anticorps
monoclonaux spécifiques offre un moyen rapide, sensible et
spécifique de détection directe du hMPV dans des échantillons
cliniques tels que des prélèvements nasopharyngés.
Le test IMAGEN hMPV est un test par immunofluorescence
directe destiné à la détection et à l'identification rapide du hMPV
dans des échantillons cliniques humains. Il utilise deux anticorps
monoclonaux pour détecter les protéines de structure spécifique
exprimées dans toutes les souches du métapneumovirus humain.
3. PRINCIPE DU TEST
Le test IMAGEN hMPV contient des anticorps monoclonaux
conjugués à de l'isothiocyanate de fluorescéine (FITC). Les
anticorps conjugués se lient spécifiquement aux antigènes viraux
présents dans toutes les souches de hMPV. Le réactif est utilisé
dans le cadre d'une technique d'immunofluorescence directe en
une étape.
Les échantillons sont incubés dans le réactif contenant les
anticorps conjugués au FITC pendant 15 minutes, puis l'excédent
de réactif est éliminé par lavage avec une solution tampon saline
de phosphate (PBS). Les surfaces colorées sont montées et
examinées au microscope à la lumière épifluorescente.
Si l'antigène hMPV est présent, une fluorescence caractéristique
vert pomme brillant apparaît dans les cellules infectées
contrastant avec la contre-coloration rouge de l'arrière-plan des
cellules non infectées.
4. DÉFINITIONS
Les symboles et définitions suivants ont été utilisés dans la notice
d'information du produit.
Code du produit et référence du catalogue
spécifiques du hMPV conjugués à du
FITC. Les anticorps monoclonaux sont
dirigés contre la protéine de fusion
et la nucléoprotéine du hMPV
Centrifugeuse basse vitesse
Pour garantir des performances optimales, tous les composants
inutilisés de la trousse doivent être stockés conformément aux
consignes suivantes.
8. 5.3. LAMES DE CONTRÔLE POSITIF Les lames de Contrôle Positif sont fournies dans un emballage
individuel scellé sous atmosphère d’azote. Conserver les lames
inutilisées à une température comprise entre 2-8°C. Avant
d’ouvrir l’emballage, laisser les lames emballées séjourner 5
minutes à température ambiante (15-30°C).
8.1.2
L e virus hMPV de la lame de Contrôle Positif s’est révélé
non infectieux lors de la culture cellulaire. Toutefois, la
lame doit être manipulée et mise au rebut comme si elle
était potentiellement infectieuse.
8.1.3
L e Réactif contient du bleu Evans. Éviter tout contact
avec la peau.
8.1.4
L ’utilisation du Liquide de Montage doit faire l'objet
de précautions particulières, car il peut provoquer des
irritations cutanées. En cas de contact avec la peau,
rincer abondamment à l’eau.
8.1.5
e pas manger, boire, fumer, conserver ou préparer de
N
la nourriture, ni se maquiller sur le lieu d’utilisation.
Acétone frais (pour la fixation).
8.1.6
Ne pas pipeter les matériaux avec la bouche.
Solution saline tamponnée au phosphate (PBS) à pH 7,5 pour le
lavage et la préparation des lames.
8.1.7
Porter des gants jetables pour manipuler les échantillons
cliniques et les cellules infectées, et toujours se laver les
mains après avoir manipulé des substances infectieuses.
8.1.8
É liminer tous les échantillons cliniques conformément à
la législation locale.
8.1.9
ne fiche de données de sécurité est disponible sur
U
demande pour les utilisateurs professionnels.
Contenu suffisant pour <n> tests
Fabricant
5.5. RÉACTIF -
In vitro Diagnostic Medical Device
Code du lot
Prêt à l’emploi. Conserver le Réactif inutilisé à l'abri de la lumière
et à une température comprise entre 2-8°C. Laisser le Réactif
séjourner 5 minutes à température ambiante (15-30°C) avant de
l’utiliser.
Limites de température
6. 5. RÉACTIFS FOURNIS
50 – Chaque trousse contient suffisamment de réactifs pour
- La date de péremption de
tester 50 échantillons directs.
la trousse est indiquée sur l'emballage extérieur.
RÉACTIFS SUPPLÉMENTAIRES
6.1. RÉACTIFS
6.2. ACCESSOIRES
5.1. RÉACTIFS IMAGEN hMPV
Les produits suivants sont destinés à être utilisés conjointement
avec le test IMAGEN hMPV. Pour plus de renseignements,
contactez votre filiale ou votre distributeur Oxoid local.
Un livret d'instructions d'utilisation.
Deux lames de Contrôle Positif à 1 puits contenant des cellules de singe vert (VERO) infectées par le hMPV fixées dans de l'acétone.
Lames en verre pour microscope recouvertes de Téflon avec puits
unique de 6 mm de diamètre (100 lames par boîte), disponibles
auprès de votre filiale ou distributeur Oxoid local (Code S6114306).
7. MATÉRIEL
Le matériel suivant est requis:
Pipette de précision et embouts jetables pour délivrer 25μL
Bain de lavage
1,4mL de Réactif IMAGEN hMPV.
Le Réactif est composé d’anticorps
monoclonaux murins purifiés
8.2. PRÉCAUTIONS TECHNIQUES
8.2.1
e pas utiliser les composants après la date de
N
péremption imprimée sur les étiquettes. Ne pas
mélanger différents lots de réactifs.
8.2.2
L es réactifs sont fournis à des concentrations dosées
fixes. Les performances du test seront altérées si les
réactifs ne sont pas stockés dans les conditions décrites
dans le paragraphe 5.
8.2.3
réparer uniquement la quantité de solution tampon
P
saline de phosphate (PBS) nécessaire pour un jour.
8.2.4
Éviter toute contamination microbienne des réactifs.
8.2.5
Ne pas congeler les réactifs.
Lame de contrôle positif IMAGEN hMPV (Code S612830-2).
La trousse contient un flacon de chacun des produits suivants :
3mL de Liquide de Montage. Ce liquide de montage contient un inhibiteur de blanchissage optique dans une solution de glycérol (pH 10,0).
8.1. MESURES DE SÉCURITÉ
5.4. LIQUIDE DE MONTAGE -
Utiliser jusque
- Pour usage diagnostique in vitro. L’utilisateur
doit maîtriser les procédures générales de laboratoire et être
spécifiquement formé à I’emploi de ce test.
Procéder à la coloration des lames immédiatement après
ouverture.
N
PRÉCAUTIONS D’EMPLOI
Le Réactif de la trousse IMAGEN hMPV 15mmol/L
d’azide de sodium, un poison. L'azide de sodium est
susceptible de réagir avec le plomb et le cuivre pour
former des azides métalliques hautement explosifs.
Lors de l'élimination des réactifs, rincer avec de grandes
quantités d'eau.
Consulter les instructions d'utilisation
Extracteur de mucus (échantillons nasopharyngés uniquement)
8.1.1
Incubateur à 37°C
5.2. PRÉPARATION, CONSERVATION ET RÉUTILISATION DES
COMPOSANTS DE LA TROUSSE
Prêt à l’emploi. Conserver le Liquide de Montage inutilisé à une
température comprise entre 2-8°C. Laisser le liquide de montage
séjourner 5 minutes à température ambiante (15-30°C) avant de
l’utiliser.
Microscope à épifluorescence avec filtre pour FITC (longueur
d’onde d’excitation maximale 490nm, longueur d’onde d’émission
moyenne 520nm) et lentilles pour amplification x200-x1000
Lamelles adaptées pour puits de 6 mm de diamètre
Lames de microscope pour préparation d'échantillons avec puits
de 6mm de diamètre
Huile d’immersion non fluorescente
9. PRÉLÈVEMENT
ET
PRÉPARATION
DES
ÉCHANTILLONS
Le prélèvement et a préparation des échantillons sont d’une
importance fondamentale dans le diagnostic de l’infection par
le hMPV par immunofluorescence directe. Les échantillons
doivent être prélevés sur le site de l'infection pendant les pics de
libération virale et être préparés de manière à préserver intactes
les cellules libres de mucus adhérent.
minutes à température ambiante (15-30°C). Si l’échantillon n’est
pas coloré immédiatement, le conserver une nuit à 4°C ou le
congeler à -20°C pour des périodes de stockage prolongées.
L'échantillon respiratoire recommandé est un prélèvement
nasopharyngé qui, lorsqu'il est correctement prélevé, doit fournir
une grande quantité de cellules épithéliales respiratoires.
9.1. PRÉLÈVEMENTS/SÉCRÉTIONS NASOPHYARYNGÉS
Prélèvement
Prélever les sécrétions dans la région nasopharyngée dans un
extracteur de mucus à l'aide d'une sonde d'intubation n°8.
L'extracteur de mucus et la sonde doivent être envoyés au
laboratoire dès que possible pour la préparation. La coloration
par immunofluorescence directe exige l'utilisation de techniques
de séparation cellulaire. L'échantillon ou le surnageant obtenu
par une technique de séparation cellulaire peuvent être utilisés
pour l'inoculation d'une culture virale.
Séparation cellulaire
Si nécessaire, ajouter 2mL de solution tampon saline de phosphate
(PBS) à l'échantillon avant la centrifugation pour réduire la
viscosité et diluer le mucus. Centrifuger l'extracteur de mucus
à température ambiante (15-30°C) pendant 10 minutes à 380g.
Retirer le surnageant qui pourra être utilisé pour une culture
cellulaire. Mettre le dépôt cellulaire en suspension dans 2mL
de PBS et pipeter lentement les cellules de haut en bas à l'aide
d'une pipette de grand diamètre ou agiter doucement jusqu'au
fractionnement du mucus et la libération du matériau cellulaire.
Ne pas pipeter ou agiter vigoureusement pour éviter
d'endommager les cellules. Une fois qu'une suspension
homogène a été obtenue, ajouter du PBS selon les besoins puis
pipeter ou agiter pour continuer le lavage des cellules.
Retirer et éliminer tous les résidus de mucus visibles restant à ce
stade. L'excédent de mucus doit être éliminé, car il empêcherait la
bonne pénétration du réactif et pourrait causer une fluorescence
non spécifique.
Si toutes les sécrétions restent dans la sonde d'intubation et
qu'aucune n'atteint l'extracteur de mucus, laver la sonde dans du
PBS. Pour cela, il est recommandé d'insérer une pipette Pasteur
dans l'extrémité de la sonde ayant été fixée à l'extracteur de
mucus. Aspirer un volume de liquide approprié dans la sonde,
puis l'expulser de manière répétée jusqu'à ce que les sécrétions
adhérant à la paroi soient délogées. Pipeter la suspension de haut
en bas jusqu'à ce que le mucus soit correctement fractionné.
Préparation des lames
Une fois le processus de séparation cellulaire terminé, centrifuger
la suspension cellulaire obtenue à température ambiante (1530°C) pendant 10 minutes à 380g, puis jeter le surnageant.
Remettre le dépôt cellulaire en suspension dans une quantité
de PBS suffisante pour diluer tout le mucus restant tout en
conservant une forte concentration cellulaire. Mettre 25µL de
dépôt cellulaire remis en suspension dans un puits de 6 mm sur
la lame. Laisser sécher entièrement à l’air libre à température
ambiante (15-30°C) et fixer dans de l’acétone frais pendant 10
11.1.2
Contrôle Négatif
10. MODE OPÉRATOIRE
VEUILLEZ CONSULTER LE PARAGRAPHE 8.2, PRÉCAUTIONS
TECHNIQUES, AVANT DE RÉALISER LE TEST.
Si un contrôle négatif s’avère nécessaire, il est recommandé
d’utiliser des cellules intactes non infectées de type semblable à
celui utilisé pour la culture et l'isolement des virus respiratoires.
Ces cellules doivent être préparées, fixées et colorées (voir
paragraphe 10).
10.1.AJOUT DE RÉACTIF
11.2.ÉCHANTILLONS CLINIQUES
Ajouter 25µL de réactif IMAGEN hMPV à la préparation cellulaire
fixée sur la lame (voir paragraphe 9) ou sur une lame de contrôle
positif. Vérifier que le Réactif recouvre bien toute la surface du
puits.
11.2.1
10.2.PREMIÈRE INCUBATION
Une coloration très légère a été observée avec ce virus et toutes
les cellules qu'on soupçonne être positives après un examen à
un grossissement de x400 doivent être réexaminées pour être
confirmées comme telles à un grossissement de x1000 avec une
huile d'immersion.
Incuber les lames avec le réactif pendant 15 minutes à 37°C
dans une chambre humide. Ne pas laisser sécher le réactif sur
l’échantillon, car cela peut causer l’apparition d’une coloration
non spécifique.
10.3.LAVAGE DE LA LAME
Éliminer l’excès de réactif par lavage en utilisant la solution tampon
saline de phosphate puis laver la lame en agitant légèrement
dans un bain de PBS pendant 5 minutes. Éliminer le PBS et laisser
sécher la lame à l’air libre et à température ambiante (15-30°C).
Aspect des cellules infectées par le hMPV
On peut observer des granulés cytoplasmiques intracellulaires
ou des filaments fluorescents vert pomme dans les cellules
épithéliales respiratoires infectées par le hMPV.
Les cellules non infectées sont colorées en rouge par le bleu
Evans.
11.2.2
Interprétation
10.4.AJOUT DE LIQUIDE DE MONTAGE
Un diagnostic positif peut être posé lorsqu'une ou plusieurs
cellules montrent une fluorescence typique dans l'échantillon
fixé et coloré.
Ajouter une goutte de liquide de montage IMAGEN hMPV au
centre de chaque puits et placer une lamelle couvre-objet sur
l'échantillon et le liquide en évitant la formation de bulles d’air.
De même, un diagnostic négatif peut être posé lorsqu'aucune
fluorescence n'est visible dans l'échantillon fixé après coloration
avec le réactif.
10.5.LECTURE DE LA LAME
Dans le cas des échantillons nasopharyngés directement colorés,
au moins 20 cellules épithéliales respiratoires non infectées
doivent être visibles dans le puits de la lame avant de pouvoir
poser un diagnostic négatif (voir le paragraphe 11.2.3. si le
nombre de cellules présentes est insuffisant).
Examiner tout le puits contenant l'échantillon coloré à l'aide
d’un microscope à épifluorescence. Une fluorescence (voir
paragraphe 11) doit être visible à un grossissement de x400 (pour
obtenir des résultats optimaux, les échantillons doivent être
examinés immédiatement après la coloration, mais ils peuvent
être conservés à une température de 2-8°C à l’abri de la lumière,
jusqu’à 2 heures sans perte de fluorescence).
Étant donné la nature variable de la présentation des cellules
infectées par le hMPV, il est recommandé d'examiner les
échantillons montrant une petite surface de cellule spécifique
indiquée par une fluorescence vert pomme à x400, à un
grossissement de x1000 avec une huile d'immersion pour
confirmer le résultat.
11. INTERPRÉTATION DES RÉSULTATS DU TEST
11.1.CONTRÔLES
11.1.1
Lames de Contrôle Positif
Lors de l'examen d'une lame de contrôle colorée (voir
paragraphe 10), on doit observer des cellules avec des granulés
cytoplasmiques intracellulaires ou des filaments fluorescents
vert pomme contrastant avec la contre-coloration d'arrière-plan
rouge de l’échantillon. Ces cellules sont légèrement plus grandes
que les cellules épithéliales respiratoires mais montrent une
fluorescence cytoplasmique similaire lorsqu'elles sont infectées
par le hMPV. Les lames de Contrôle Positif doivent être utilisées
pour vérifier que la procédure de coloration a été exécutée de
manière satisfaisante.
11.2.3
Nombre de cellules insuffisant
Si le nombre des cellules présentes dans la préparation de la lame
est insuffisant, centrifuger le reste de l'échantillon clinique à 380g
pendant 10 minutes à température ambiante (15-30°C). Remettre
les cellules en suspension dans un volume moins important de
PBS avant de les déposer (25µL) sur la lame. Le cas échéant, il
faudra demander un nouvel échantillon clinique.
12. LIMITES DE PERFORMANCE
12.1.Il est possible que le réactif FITC colore de manière non
spécifique les souches de Staphylococcus aureus contenant
une grande quantité de protéine A. Cela est dû à une
interaction non immune de la protéine A avec la région Fc
de l'anticorps monoclonal, une observation faite dans le
cadre d'autres analyses monoclonales et polyclonales par
fluorescence14.
Cependant, cette coloration ne donne pas le schéma de
fluorescence intracellulaire typique observé dans les cellules
infectées par le hMPV (voir paragraphe 11.2.1) et doit être
interprétée comme une coloration non spécifique.
12.2.Utiliser exclusivement le liquide de montage fourni.
12.3.L’aspect visuel de la fluorescence obtenue peut varier en
fonction du type de microscope et de la source lumineuse
utilisés.
12.4.Il est recommandé d’utiliser 25μL de réactif pour recouvrir
la surface d’un puits de 6 mm de diamètre. Si ce volume
est réduit, il peut s’avérer difficile de recouvrir la surface de
l’échantillon, au risque de diminuer la sensibilité du test.
12.5.Tous les réactifs sont fournis à des concentrations dosées
fixes. Les performances du test sont altérées en cas de
modification des réactifs ou de stockage dans des conditions
autres que celles décrites dans le paragraphe 5.
12.6.La non détection du hMPV peut être due à différents facteurs,
tels que le prélèvement de l’échantillon à une période
inadéquate d'évolution de la maladie, un prélèvement non
conforme et/ou une mauvaise manipulation de l’échantillon,
l’échec de la culture cellulaire, etc. Un résultat négatif ne
doit pas exclure la possibilité d’une contamination par le
hMPV.
12.7.La présence du hMPV dans les sécrétions nasopharyngées
n'exclut pas forcément la possibilité la possibilité d’une
infection concomitante due à d'autres agents pathogènes.
12.8.Les résultats des tests doivent être interprétés en regard
des résultats des études épidémiologiques, des évaluations
cliniques du patient et d’autres procédures diagnostiques.
12.9.Il est recommandé d'utiliser des puits de 6mm de diamètre
minimum pour la préparation des échantillons. L'utilisation
de lames avec des puits d'un diamètre inférieur à 6mm risque
de réduire la possibilité de détection de petits nombres de
cellules positives dans des échantillons faiblement positifs.
13. VALEURS ESCOMPTÉES
Le taux de détection du hMPV est influencé par le moment du
prélèvement de l'échantillon, ainsi que par la manipulation, le
stockage et le transport des échantillons. Il dépend également
de l'âge, de l'état de santé général, de la situation géographique
et du statut socio-économique de la population testée. Le
hMPV est prévalent partout dans le monde et il est associé à
des infections significatives saisonnières des voies aériennes
dans les régions tempérées et tropicales6,9,12. Dans les régions
tempérées, les épidémies de maladies infectieuses à hMPV
surviennent principalement en hiver6. Les infections des voies
aériennes inférieures sont généralement plus prépondérantes
à ces périodes. On peut donc s'attendre à ce qu'un nombre
significatif de prélèvements nasopharyngés soit positif pour le
hMPV pendant ces épidémies saisonnières. Les infections à hMPV
sont présentes dans tous les groupes d'âge, mais les symptômes
sont plus graves chez les nourrissons et les personnes âgées12.
14. CARACTÉRISTIQUES DE PERFORMANCE SPÉCIFIQUES
14.1.ESSAIS CLINIQUES
Le test IMAGEN hMPV a été évalué dans deux centres d'essais
cliniques en Europe sur des sécrétions nasopharyngées prélevées
sur des patients hospitalisés présentant des symptômes
d'infection respiratoire.
Dans le centre d'essai 1, 91 échantillons (41 hommes, 47 femmes,
3 de sexe inconnu, tranche d'âge de 1 jour à 66 ans) prélevés
pendant l'épidémie de l'hiver 2006-2007 ont été testés avec le
test IMAGEN hMPV et le test de diagnostic hMPV commercial
standard du centre, un test RT-PCR. On considérait un résultat
comme positif si les deux tests, IMAGEN hMPV et RT-PCR, étaient
positifs.
L'incidence globale des échantillons infectés par le hMPV dans cet
essai était de 3,4%. Le test IMAGEN hMPV a donné des résultats
100% en accord avec la méthode PCR de référence. Les résultats
du centre d'essai 1 sont présentés dans le tableau 1.
Tableau 1: Diagnostic d'infections à hMPV avec le test IMAGEN
hMPV et le test RT-PCR
IMAGEN
hMPV
+
-
RT-PCR
+
-
3
0
0
88
Accord global: 100%
Le centre d'essais 2 a également testé la trousse IMAGEN hMPV
par rapport à une trousse ELISA commerciale sur un sousensemble d'échantillons. Cent cinquante-trois (153) échantillons
également prélevés pendant l'épidémie de l'hiver 2006-2007 sur
plusieurs patients (100 hommes, 53 femmes, tranche d'âge de 7
jours à 69 ans) ont été testés.
Les échantillons trouvés positifs soit par le test IMAGEN hMPV,
soit par la trousse EIA commerciale ont également été testés par
RT-PCR en temps réel pour confirmation.
L'incidence globale de hMPV dans cette série d'essais était de
7,8%. Le test IMAGEN hMPV a donné une concordance globale
de 97,4% avec la trousse EIA commerciale. Les résultats du centre
d'essais 2 avec ce sous-ensemble d'échantillons sont présentés
dans le tableau 3.
Tableau 3: Diagnostic d'infections à hMPV avec le test IMAGEN
hMPV et une trousse EIA commerciale
Intervalle de confiance: 95 %: 96-100%
Accord positif: 100%
EIA
Intervalle de confiance: 95%: 29,2-100%
+
Accord négatif: 100 %
IMAGEN
hMPV
Intervalle de confiance: 95%: 95,9-100%
Dans le centre d'essai 2, 359 échantillons prélevés pendant
l'épidémie de l'hiver 2006-2007 sur plusieurs patients (219
hommes, 140 femmes, tranche d'âge de 8 jours à 73 ans) ont
été testés avec le test IMAGEN hMPV et une méthode par
immunofluorescence indirecte sur pool d'anticorps monoclonaux.
Les échantillons trouvés positifs soit par le test IMAGEN hMPV,
soit par le pool d'anticorps monoclonaux ont été confirmés par un
test RT-PCR en temps réel utilisé couramment sur le site de l'essai.
Les échantillons trouvés positifs soit par le pool d'anticorps
monoclonaux indirect, soit par le test IMAGEN hMPV et le test
RT-PCR ont été considérés comme confirmés positifs.
L'incidence globale de hMPV dans cet essai était de 3,3%. Le test
IMAGEN™ hMPV a montré une concordance globale de 99,2%
avec le pool d'anticorps monoclonaux.
Les résultats du centre d'essai 2 pour le test IMAGEN hMPV et
le pool d'anticorps monoclonaux indirect sont présentés dans le
tableau 2.
Tableau 2: Diagnostic d'infections à hMPV avec le test IMAGEN™
hMPV et un pool d'anticorps monoclonaux
Pool d’anticorps monoclonaux
-
+
8
-
2a
a
2a
141
Virus
Emerging Infectious Diseases 10: 1095 – 1101.
Parainfluenza 1, 2, 3
10.Schildgen O., Simon A., Wilkesmann a., Williams J., EisHubinger A-M., Kupfer B., Roggendorf M., Viazov S. (2006)
Influenza A et B
Cytomégalovirus
Virus Coxsackie, souches B1, B2, B3, B4, B5 et B6
Échovirus 4, 6, 9, 11, 30 et 34
11.Mackay I.M., Jacob K.C., Woolhouse D., Waller K., Syrmis
M.W., Whiley D.M., Siebert D.J., Nissen M., Sloots T.P. (2003)
Adénovirus
Molecular Assays for Detection of Human Metapneumovirus.
Virus respiratoire syncytial
Virus Herpès Simplex 1 et 2
J ournal of Clinical Microbiology 41: 100–105.12.
Crowe J.E. (2004)
15. REFERENCES
1.Frankl R.I.B., Fauquet C.M., Knudson D.L., Brown F. (1992)
uman Metapneumovirus as a Major Cause of Human
H
Respiratory Tract Disease. The Pediatric Infectious Disease Journal
Supplement Article 23: S215–S221
lassification and Nomenclature of Viruses. Fifth Report of the
C
International Committee on Taxonomy of Viruses. Archives of
Virology Supplement 2, Spurger Velacy, New York, pp 245–246.
13.Percivalle E., Sarasini A., Visai L., Revello M.G., Gerna G.
(2005)
2.Easton A.J., Domachowske J.B., Rosenburg H.F. (2004)
nimal Pneumoviruses: Molecular genetics and Pathogenesis.
A
Clinical Microbiology Reviews Apr. 200, p. 390-412
3.Viazov S., Scheidhauer, R., Fiedler M., Roggendorf M. (2003)
High Prevalence of Human Metapenumovirus Infection in Young
Children and Genetic Heterogeneity of the Viral isolates. Journal
of Clinical Microbiology 41: 3043–3045.
Intervalle de confiance: 95%: 93,4-99,3%
Accord positif: 80,0%
Intervalle de confiance: 95%: 44,4-97,5%
Accord négatif: 98,6%
Intervalle de confiance: 95,0-99,8%
4.van den Hoogen B.G., de Jong J.C., Groen J., Kuiken T., de groot
R., Frouchier R.A., Osterhaus A.D. (2001)
A Newly Discovered Human Pneumovirus Isolated from Young
Children with Respiratory Tract Disease.
14.2.RÉACTIVITÉ CROISÉE
Nature Medicine 7: 719-724
Le test IMAGEN hMPV est hautement spécifique pour les
antigènes du métapneumovirus humain. Aucune réactivité
croisée n'a été observée lors de tests avec les micro-organismes cidessous. Les tests ont été réalisés sur des cultures en laboratoire
d'organismes connus.
5.Bastien N., Ward D., Van Caeseel P., Brandt K., Lee S.H.S.,
McNabb G., Klisko B., Chan E., Li Y. (2003)
Bactéries
Chlamydia trachomatis
Chlamydia pneumoniae
Haemophilus influenzae
Legionella pneumophila
Human Metapneumovirus in the Canadian Population.
Journal of Clinical Microbiology 41: 4642–4646
6.Hamelin M-E., Abed Y., Boivin G. (2004)
uman Metapneumovirus: A New Player among Respiratory
H
Viruses.
Emerging Infections 38: 983–990.
7.Mullins J.A., Erdman D.D., Weinbery G.A., Edwards K., Hall
K.B., Walker F.J., Iwane M., Anderson L.J. (2004)
+
-
Moraxella catarrhalis
+
9
1a
Mycoplasma pneumoniae
uman Metapneumovirus Infection among Children Hospitalised
H
With Acute Respiratory Illness.
-
2a
347
Neisseria meningitidis
Emerging Infectious Diseases 10: 700 – 705.
Neisseria gonorrhoeae
8.Kashiwa H., Shimozono H., Takao S. (2004)
Accord global: 99,2%
Neisseria lactamica
Intervalle de confiance 95%: 97,6-99,8%
Streptococcus pneumoniae
linical Pictures of Children with Human Metapneumovirus
C
Infection: Comparison with Respiratory Syncytial Virus Infection.
IMAGEN
hMPV
a
a) Échantillons confirmés hMPV positifs par RT-PCR en temps réel.
Accord positif: 81,8%
Intervalle de confiance 95%: 48,2-97,7%
Accord négatif: 99,7%
Intervalle de confiance: 95%: 98,4-100%
Reviews in Medical Microbiology 17: 11–25.
Varicelle-zona
a) Échantillons confirmés hMPV positifs par RT-PCR en temps réel.
Accord global: 97,4%
T he Human Metapneumovirus: Biology, Epidemiological Features,
and Clinical Characteristics of Infection.
Japanese Journal of Infectious Disease 57: 80-82.
9.Jartti T., Lehtinen P., Vuorinen T., Osterback R., van den Hoogen
B., Osterhaus A.D.M.E., Ruuskanen A. (2004)
espiratory Picornaviruses and Respiratory Syncytial Virus as
R
Causative Agents of Acute Expiratory Wheezing in Children.
apid Detection of Human Metapneumovirus Strains in
R
Nasopharyngeal Aspirates and Shell Vial Cultures by Monoclonal
Antibodies. Journal of Clinical Microbiology 43: 3443–3446.
14.Krech T., Gerhard Fsadni D., Hofmann N., Miller S.M. (1985)
Interference of Staphylococcus aureus in the Detection of
Chlamydia trachomatis by Monoclonal Antibodies.
The Lancet. 1161 1162.
IFU X7854A, Révisé Juin 2012
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