remerciements

VETAGRO SUP
CAMPUS VETERINAIRE DE LYON
Année 2011 - Thèse n°
Étude expérimentale du suivi de chaleurs chez la chienne :
la détection du jour d'ovulation
par le dosage semi-quantitatif de LH
THESE
Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I
(Médecine - Pharmacie)
et soutenue publiquement le 20 décembre 2011
pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire
par
Dorothée Corneloup
Née le 27 mai 1985
à Clermont-Ferrand
2
LISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT
3
4
5
6
REMERCIEMENTS
A Monsieur le Professeur Olivier Dupuis,
De la Faculté de Médecine Claude Bernard Lyon 1,
Qui nous a fait l'honneur de présider notre jury de thèse.
Hommages respectueux.
A Monsieur le Docteur Samuel Buff,
De Vetagro Sup Campus Vétérinaire,
Pour nous avoir fait l’honneur de proposer et encadrer ce travail.
Sincères remerciements.
A Monsieur le Professeur Pierre Guérin,
De Vetagro Sup Campus Vétérinaire,
Pour nous avoir fait l’honneur de participer à ce jury.
Sincères remerciements.
A tous les techniciens du Cesecah et à A. Morin,
Pour leur collaboration et leur disponibilité,
Sincères remerciements.
Aux Membres du Cerrec, en particulier à Nadine et Brigitte,
Pour leur gentillesse et leur aide,
Sincères remerciements.
A Chantal Masse,
Qui m'a beaucoup aidée à faire face aux difficultés administratives,
Sincères remerciements.
7
8
A mes parents,
Pour votre amour, votre soutien et votre patience,
Merci de m'avoir permis de réaliser mon rêve et d'avoir cru en moi,
Je vous aime.
A Mathieu,
Pour ton amour de grand frère et pour l'exemple que tu as toujours représenté pour moi.
A Isa, Thomas et Flavien, pour votre bonne humeur permanente.
A mes grand-mères,
Vous qui avez toujours eu le cœur sur la main pour tous vos petits enfants.
A Suzanne, ma grand-mère de cœur.
A mes oncles et tantes, mes cousins et cousines,
Pour tous les moments que l'on a partagés,
Merci à tous pour cet exemple de famille unie.
A Kévin,
Pour ta patience, ton optimisme et ta faculté à me rendre heureuse comme personne,
Merci d'être là, je t'aime.
A ma « jolie » famille,
A Brigitte et Sam, pour m'avoir accueillie à bras ouverts dès le premier jour,
A Pascal, pour ton grand cœur.
A Mathilde, mon ami d'enfance,
Pour ton écoute, tes bons conseils et pour la solide amitié qui nous unies.
A Cindy,
Pour notre amitié et notre complicité,
Malgré la distance, j'espère avoir encore beaucoup de moments à partager avec toi.
A tous mes amis de prépa et d'école, à mes groupes de clinique, pour toutes ces années étudiantes
qui nous laissent des souvenirs indélébiles.
A tous mes amis de Bly, et en particulier aux tenniswomen,
Pour toutes nos soirées et nos matchs qui m'ont permis de « m'évader » et de lier une belle amitié
avec vous.
A Alice, Basile, Marion, Mélie et Simon,
Pour votre joie de vivre et votre tendresse d'enfants,
Merci pour toutes ces fins d'après midi que je n'oublierai jamais,
Et bien sur merci à Estelle, Karine, Philippe et Stéphane de m'avoir accordé leur confiance.
A France, Thomas et Pierre,
Pour m'avoir permis de passer mes quatre premières années d'étudiante chez vous,
Merci pour votre accueil et votre générosité.
A mon groupe Handi'chiens,
Pour la belle expérience que l'on a partagée ensemble et qui m'a permis d'accueillir Fiesta.
9
10
TABLE DES MATIERES
TABLE DES FIGURES.....................................................................................................................13
TABLE DES TABLEAUX................................................................................................................15
INTRODUCTION.............................................................................................................................17
PREMIERE PARTIE: Rappels de physiologie et d’endocrinologie sexuelles chez la
chienne................................................................................................................................................19
1. Apparition de la puberté......................................................................................................21
2. Rythme des chaleurs...........................................................................................................21
3. Les différentes phases du cycle sexuel...............................................................................22
3.1. Le pro-œstrus.......................................................................................................22
3.2. L'œstrus................................................................................................................23
3.3. Le métœstrus........................................................................................................23
3.4. L'anœstrus ...........................................................................................................23
4. Les modifications hormonales au cours du cycle sexuel....................................................24
4.1. Hormones impliquées dans la régulation du cycle sexuel...................................24
4.2. Interactions et évolution des taux hormonaux au cours du cycle sexuel.............27
5. Particularités de l’ovulation chez la chienne......................................................................29
5.1. La folliculogenèse et la maturation ovocytaire....................................................29
5.2. Type d'ovulation...................................................................................................30
5.3. Conséquences sur le moment de l'accouplement.................................................30
DEUXIEME PARTIE: Étude des différentes méthodes de détermination du moment de
l’ovulation...........................................................................................................................................33
1. Modifications morphologiques et comportementales.........................................................35
1.1. Aspects des écoulements vulvaires.....................................................................35
1.2. Modifications comportementales.........................................................................36
2. Méthodes paracliniques......................................................................................................36
2.1. Cytologie vaginale...............................................................................................36
2.1.1. Technique de prélèvement.....................................................................36
2.1.2. Coloration du frottis vaginal.................................................................37
2.1.3. Lecture et interprétation .......................................................................38
2.2. Vaginoscopie........................................................................................................41
2.3. Résistivité du mucus vaginal...............................................................................42
2.4. Dosages hormonaux............................................................................................43
2.4.1. Le dosage des œstrogènes.....................................................................43
2.4.2. Le dosage de la progestérone................................................................44
2.4.3. Le dosage de la LH...............................................................................45
2.5. Échographie ovarienne …...................................................................................46
2.6 Laparotomie exploratrice......................................................................................50
3. Exemple de protocole de suivi de chaleurs au Cerrec........................................................50
11
TROISIEME PARTIE : Étude expérimentale, dosages semi-quantitatifs de LH...............................53
1. Matériels et méthodes.........................................................................................................55
1.1. Animaux...............................................................................................................55
1.2. Protocole d'expérimentation................................................................................55
2. Résultats.............................................................................................................................58
2.1. Caractéristiques de la population étudiée............................................................58
2.2. Résultats analytiques des tests de dosage de LH.................................................58
2.2.1. Pics de LH détectés...............................................................................58
2.2.2. Pics de LH non détectés........................................................................66
2.2.3. Données annexes : corrélation entre la taille des portées et le moment
de l'insémination artificielle ou de la saillie.......................................................................................71
3. Discussion...........................................................................................................................73
3.1. Pics de LH détectés..............................................................................................73
3.1.1. Délai pic de LH-jour d'ovulation..........................................................73
3.1.2. Délai pic de LH-jour de mise-bas.........................................................74
3.1.3. Valeur de progestéronémie au moment du pic de LH...........................74
3.1.4. Délai pic de LH- début des chaleurs.....................................................75
3.1.5. Délai jour d'ovulation- début des chaleurs............................................76
3.2. Données annexes..................................................................................................76
3.2.1. Durée de gestation apparente................................................................76
3.2.2. Taille des portées en fonction du moment de l'IA ou de la saillie.........76
3.2.3. Cas particulier : Clecy...........................................................................77
3.3. Limites de l'étude.................................................................................................78
3.3.1. Nombre total de pics de LH détectés....................................................78
3.3.2. Durée des pics de LH détectés..............................................................79
3.4. Avantages.............................................................................................................79
3.5. Comment utiliser le kit de dosage Witness LH en pratique ?..............................80
CONCLUSION DE LA PARTIE EXPERIMENTALE.....................................................................81
CONCLUSION GENERALE............................................................................................................83
ANNEXE...........................................................................................................................................85
BIBLIOGRAPHIE.............................................................................................................................91
12
TABLE DES FIGURES
Fig 1 : Durées respectives des différentes phases du cycle œstral.....................................................22
Fig 2 : Régulation hormonal du cycle œstral de la chienne (Senger 2003).....................................26
Fig 3 : Régulation hormonale du cycle œstral chez la chienne (Johnston 2001)..............................29
Fig 4 : Relation entre le début des chaleurs et le jour d'ovulation (England 2002)..........................35
Fig 5 : Distribution du moment de l'ovulation par rapport au début de l'œstrus (Phemister 1973).36
Fig 6 : Cellules superficielles anucléées (England 2002) …............................................................39
Fig 7 : Évolution du frottis vaginal au cours des différentes phases du cycle œstral........................40
Fig 8 : Aspect de la muqueuse vaginale au moment du pro-œstrus (d'après England 2002)............41
Fig 9 : Aspect de la muqueuse vaginale au moment de l'œstrus (d'après England 2002).................42
Fig 10 : Aspect échographique des ovaires en période pré-ovulatoire (Fontbonne 2006)...............47
Fig 11 : « collapsus folliculaire » au moment de l'ovulation (Fontbonne 2006)...............................47
Fig 12 : Aspect échographique des ovaires au moment de l'ovulation : persistance de structures
hypoéchogènes juste après ovulation (Fontbonne 2006)...................................................................48
Fig 13 : Aspect échographique des ovaires après ovulation (Fontbonne 2006)...............................48
Fig 14 : Aspect échographique des ovaires après ovulation : accumulation de liquide entre l'ovaire
et la bourse ovarique (Fontbonne 2006)............................................................................................49
Fig 15 : Exemple de protocole de suivi de chaleurs..........................................................................50
Fig 16 : Illustrations des deux types de résultats positifs obtenus avec le test Witness LH …..........57
Fig 17 : Illustrations des deux types de résultats négatifs obtenus avec le test Witness LH.............57
Fig 18 : Répartition des échantillons testés en fonction du nombre de jours avant l'ovulation........59
Fig 19 : Répartition des pics de LH détectés en fonction du nombre de jour avant ovulation..........59
Fig 20 : Répartition des pics de LH détectés en fonction du nombre de jours avant le jour
d'ovulation déterminé par le Cesecah................................................................................................61
Fig 21 : Répartition des échantillons testés en fonction du nombre de jours avant la mise-bas.......61
Fig 22 : Répartition des pics de LH détectés en fonction du nombre de jours avant la mise-bas.....62
Fig 23 : Répartition des valeurs de progestéronémie en fonction du lieu de leur mesure.................63
Fig 24 : Relation entre le début des chaleurs et le jour du pic de LH...............................................65
Fig 25 : Relation entre le jour de l'ovulation et le début des chaleurs..............................................66
Fig 26 :Répartition du nombre d'échantillons testés en fonction du nombre de jours avant
ovulation.............................................................................................................................................67
Fig 27 : Répartition du nombre d'échantillons testés en fonction du nombre de jours avant la date
de mise-bas.........................................................................................................................................68
Fig 28 : Représentation de la distribution du nombre d'échantillons testés pour le critère de
sélection « ovulation » suivant que l'on ait détecté ou non le pic de LH...........................................69
Fig 29 : Représentation de la distribution du nombre d'échantillons testés par cycle étudié pour le
critère de sélection « mise-bas » suivant que l'on ait détecté ou non le pic de LH............................70
Fig 30 : Nombre de cycles étudiés en fonction du moment de la fécondation après ovulation.........72
Fig 31 : Nombre moyen de chiots par portée en fonction du moment de mise à la reproduction
après ovulation...................................................................................................................................72
13
14
TABLE DES TABLEAUX
Tableau I : Étapes de la coloration de Harris-Schorr.......................................................................37
Tableau II : Valeurs du taux de progestérone au moment du pic de LH selon différentes études.....44
Tableau III : Valeurs du pic de LH selon les auteurs........................................................................46
Tableau IV : Ecart en jours entre la date d'ovulation déterminée par le Cerrec et le Cesecah.......60
Tableau V :Analyse du cas d'Uganda...............................................................................................64
Tableau VI : Comparaison du pourcentage de pics de LH détectés en fonction de l'intervalle de
jours avant la mise bas, entre notre étude et celle de Kützler (2003)..............................................74
Tableau VII : Valeurs de progestéronémie au moment du pic de LH selon différents auteurs........75
15
16
INTRODUCTION
Le recours aux techniques de reproduction assistée, comme l'insémination artificielle, est devenu
une pratique courante en élevage canin.
Cela nécessite de cibler avec le maximum de précision la période féconde de la chienne car les
semences utilisées lors des inséminations, notamment en semence réfrigérée et congelée, ont une
durée de vie limitée dans le temps.
En pratique courante, les éleveurs ont de plus en plus recours aux dosages hormonaux de
progestérone, malgré cela, certains continuent à déterminer le jour d'ovulation en utilisant des
critères cliniques et/ou morphologiques qui mènent souvent à des échecs, mimant une infertilité.
Ainsi de nombreux auteurs ont cherché à déterminer quel était le moyen le plus fiable pour
déterminer le jour de l'ovulation.
Le jour du pic de LH (Luteinizing Hormone) est considéré par la plupart des auteurs comme le jour
de référence du cycle œstral de la chienne, à partir duquel on peut déterminer les différentes étapes
fondamentales du cycle.
Ainsi l'objectif de cette thèse est de montrer s'il est possible d'utiliser un test de dosage semiquantitatif de cette hormone (Witness® LH) comme moyen fiable de détermination du moment de
l'ovulation.
Dans une première partie, nous rappellerons quelles sont les caractéristiques de la physiologie et de
l'endocrinologie sexuelles de la chienne. Nous décrirons quelles sont les modifications
comportementales, morphologiques et hormonales qui ont lieu au cours du cycle œstral.
Puis dans une deuxième partie, nous étudierons les différentes méthodes utilisées pour déterminer le
moment de l'ovulation.
Enfin en troisième partie, nous étudierons expérimentalement l'utilisation de tests de dosages semiquantitatifs de LH comme moyen de détermination de l'ovulation.
17
18
PARTIE I:
RAPPELS DE PHYSIOLOGIE
ET
D'ENDOCRINOLOGIE SEXUELLES
CHEZ LA CHIENNE
19
20
Le cycle œstral de la chienne présente des particularités physiologiques et endocriniennes propres à
cette espèce.
La physiologie sexuelle de la chienne sera étudiée aussi bien sur le plan comportemental que
morphologique. Nous décrirons comment se déroule le cycle œstral de la chienne et quelles sont les
modifications que l'on peut observer à chaque étape du cycle.
Puis nous étudierons le rôle des hormones impliquées dans le cycle œstral ainsi que leur régulation.
Enfin, nous rappellerons quelles sont les particularités de l'ovulation propre à la chienne et quelles
sont les conséquences que cela implique pour cibler le moment optimal de l'accouplement.
1. Apparition de la puberté
L’âge de la puberté est défini comme le moment d’apparition des premières chaleurs. Elles
surviennent entre 4 et 15 mois selon l’individu, avec un maximum à l'âge de 8-10 mois, lorsque la
femelle a atteint les 2/3 de son poids adulte. Le format de la race semble être le facteur déterminant
de l'âge d'apparition de la puberté, les petites races étant plus précoces que les grandes (Fontbonne
2000, Chapwanya 2008).
Il arrive parfois que l’aspect des premières chaleurs soit modifié sans pour autant traduire un
dysfonctionnement hormonal. Ainsi on peut observer des chaleurs disjointes (« split-heats ») qui se
traduisent par plusieurs périodes de chaleurs, accompagnées ou non d’ovulation, s’enchainant à
intervalles rapprochés d’une semaine à deux mois. Les jeunes chiennes peuvent également présenter
des chaleurs silencieuses (« silent-heats »), qui s’accompagnent de manifestations œstrales frustes,
souvent non remarquées par le propriétaire.
Malgré ces perturbations lors des premières chaleurs, la fertilité ultérieure des chiennes ne serait pas
affectée (Fontbonne 2000).
A partir de la puberté, l’activité sexuelle et l’aptitude à la fécondation se poursuivent toute la vie de
l’animal, selon un rythme cyclique, sans qu’il n’y ait de phénomène de ménopause.
2. Rythme des chaleurs
La chienne est mono-œstrienne, c'est-à-dire qu’à chaque cycle sexuel ne correspond qu’un seul
œstrus, au cours duquel a lieu l’ovulation de façon spontanée.
L’intervalle entre deux périodes sexuelles, appelé inter-œstrus, varie d’un individu à l’autre mais
aussi d’un cycle à l’autre pour un même individu, de 5 à 12 mois (Concannon 1989, Dumon 1992).
Il est souvent affirmé que les chaleurs ont lieu classiquement tous les 6 mois, au printemps et à
l’automne, cela est à nuancer car il semblerait, d’après certaines études, qu’il n’existe pas de
saisonnalité dans l’apparition des chaleurs chez la chienne (Sokolowski 1977, Hewitt 2000).
21
3. Les différentes phases du cycle sexuel
Le cycle œstral se compose de quatre périodes successives appelées: pro-œstrus, œstrus, metœstrus
et anœstrus (Fig 1).
7j7j
11
j
120j
120j
70j
70j
Anœstrus
Metœstrus
Œstrus
Pro-œstrus
Fig 1: Durées respectives des différentes phases du cycle œstral
3.1. Le pro-œstrus
Le pro-œstrus marque le début des chaleurs.
Il débute le jour où les premiers écoulements sanguins vulvaires apparaissent et il se termine avec
l’acceptation du mâle par la femelle.
Il peut durer de 3 à 21 jours avec une moyenne de 7 jours (Concannon 1989).
On observe un œdème de la vulve et du périnée ainsi que des écoulements sanguins qui proviennent
de l’augmentation de la vascularisation et de la perméabilité capillaire de l’utérus. Les hématies
passent alors vers la lumière utérine par diapédèse (Concannon 1989).
D’un point de vue comportemental, la femelle attire les mâles par l’intermédiaire de phéromones
présentes dans les sécrétions vaginales et dans les urines. Mais à ce stade elle refuse l’accouplement
et peut même se montrer agressive. Le pro-œstrus peut également s’accompagner d’une
augmentation de la prise de boisson associée à une diminution de l’appétit.
Anatomiquement, le pro-œstrus correspond à la croissance des follicules ovariens. Les follicules
sécrètent alors des œstrogènes qui vont provoquer des modifications de l’appareil génital. L’utérus
est congestionné, sa muqueuse est épaissie et très vascularisée. La muqueuse du vagin est rouge,
œdématiée et se compose de nombreux plis.
22
3.2. L'œstrus
L'œstrus correspond à la période du cycle pendant laquelle la femelle accepte l'accouplement.
Il peut durer de 3 à 21 jours avec une moyenne de 11 jours (Wildt 1978, Concannon 1989).
Les écoulements vulvaires deviennent clair, muqueux et moins abondants. L’œdème de la vulve et
du périnée tend à diminuer.
L’attraction des mâles est augmentée et la femelle, en présence du mâle, adopte une posture
caractéristique appelée le réflexe d’Amanténa: l’attouchement de la région périnéale provoque
l’extension du tronc, le relèvement de la croupe et l’élévation de la queue qui est déviée
latéralement (Guérin 1996, Johnston 2001).
Anatomiquement, la muqueuse utérine prolifère et la muqueuse du vagin devient rose, sèche et
moins œdématiée avec des replis plus profonds et plus resserrés.
L’ovulation a lieu pendant l'œstrus. De nombreuses études ont essayé d’estimer le moment précis de
l’ovulation par rapport au premier jour d’acceptation du mâle par la femelle. Cet aspect sera étudié
en deuxième partie.
L’ensemble pro-œstrus/œstrus, correspond à ce que l’on appelle communément les « chaleurs ».
3.3. Le metœstrus
Le metœstrus correspond à la formation du corps jaune et à la synthèse de progestérone par celui-ci.
C’est la phase lutéale du cycle.
Il débute lors de l’arrêt de l’acceptation du mâle et se termine lorsque la muqueuse utérine est
totalement restaurée.
Sa durée varie de 55 à 90 jours avec une moyenne de 70 jours (Pineda 1991,Fontbonne 2008).
D’un point de vue comportemental, l’activité sexuelle de la chienne disparait.
Anatomiquement, l’imprégnation de progestérone induit une multiplication et une croissance des
glandes de l’endomètre. Puis la muqueuse utérine desquame et est ensuite restaurée.
Il n’y a plus de pertes ni de congestion vulvaire. La muqueuse du vagin apparait rose et humide et
comporte peu de plis.
3.4. L'anœstrus
L’anœstrus correspond à une période de repos sexuel tout en maintenant une activité hormonale à
bas bruit.
La durée de cette phase est très variable. L’anœstrus peut s’étaler de 2 à 10 mois avec une moyenne
de 4 mois (Pineda 2003, Fontbonne 2000, Chapwanya 2008). Cette phase serait responsable de la
grande variabilité de la durée du cycle sexuel chez la chienne.
Anatomiquement, la vulve est petite et peu dilatée.
23
4. Les modifications hormonales au cours du cycle sexuel
4.1. Les hormones impliquées dans la régulation du cycle sexuel
La régulation du cycle sexuel de la chienne s’effectue sur la base d’un schéma à trois étages
commun à toutes les espèces de mammifères à ovulation spontanée. Celle-ci met en jeu à la fois le
système nerveux central, l’axe hypothalamo-hypophysaire et les ovaires (Fig 2).
Le système nerveux central régule l’activité de l’axe hypothalamo-hypophysaire par l’intermédiaire
de neurotransmetteurs tels que la sérotonine, la mélatonine et la dopamine. Leur sécrétion est
dépendante de stimuli endogènes, comme l’état nutritionnel de la chienne, et de stimuli exogènes
comme la présence de mâles ou d’autres femelles en chaleurs.
L'hypothalamus sécrète la GnRH (Gonadotropin Releasing hormone) qui est acheminée par voie
veineuse locale jusqu'à l'hypophyse antérieure, où elle permet d'activer la sécrétion des hormones
gonadotropes, FSH (Follicle Stimulating Hormone) et LH (Luteinizing Hormone).
Au niveau de l'hypothalamus, on peut distinguer deux centres: le centre de la tonicité, situé dans
l'hypothalamus médian, qui stimule la sécrétion de FSH et le centre de la cyclicité, situé dans
l'hypothalamus antérieur, qui stimule le relargage de LH.
La sécrétion de GnRH est pulsatile et selon la fréquence des pulses de GnRH, l’une des deux
hormones est préférentiellement sécrétée. Lorsque la fréquence de pulsatilité est basse, la FSH est
préférentiellement sécrétée alors que dans le cas où la pulsatilité est haute, la LH est relarguée en
priorité.
La FSH est sécrétée par le lobe antérieur de l’hypophyse. Sa sécrétion est sous contrôle direct de
l’hypothalamus par l’intermédiaire de la GnRH et sous rétrocontrôle négatif des stéroïdes ovariens.
La FSH est responsable de la croissance et de la maturation des follicules ovariens. Elle stimule la
sécrétion des œstrogènes par les cellules internes de la thèque. Enfin, elle prépare l’ovaire à l’action
de la LH.
La LH est également relarguée par le lobe antérieur de l’hypophyse, en association avec la FSH.
Elle achève la maturation des follicules, provoque l’ovulation et la formation du corps jaune. Elle
favorise la stéroïdogenèse en convertissant le cholestérol en progestérone.
Ces deux hormones agissent pratiquement toujours en synergie. En effet, la LH n’agit que sur un
ovaire préalablement préparé par la FSH (Olson 1982, Kooistra 1999).
La sécrétion des hormones hypophysaires, comme celle de la GnRH, est caractérisée par une
alternance entre une sécrétion tonique et une sécrétion cyclique. Ceci étant contrôlé à la fois par
l’hypothalamus et par les hormones gonadiques.
Les ovaires, sous l’influence des hormones hypophysaires, sécrètent des œstrogènes qui sont
composés de l'œstradiol 17β, de l'œstradiol α et de l'œstrone.
Pendant le pro-œstrus et l'œstrus, les œstrogènes sont sécrétés par les cellules interstitielles de
l’ovaire et par la thèque interne des follicules en voie de maturation alors qu’au cours du métœstrus,
ils sont synthétisés par le corps jaune.
Ils préparent le tractus génital à l’action ultérieure de la progestérone et à une éventuelle gestation.
24
Les œstrogènes sont responsables de modifications sur le tractus génital, au cours du cycle:
– ils provoquent la congestion, l'œdème de la vulve et du vagin ainsi que l'hyperplasie de
l'utérus;
– ils augmentent la contractilité de l'utérus et favorise son ouverture;
– ils sont responsables de la croissance de l'épithélium vaginal, accompagnée d'une
kératinisation et d'une desquamation des cellules de la couche épithéliale superficielle.
La progestérone est sécrétée par les cellules du corps jaune fonctionnel et par les follicules préovulatoires. Elle prépare l'utérus à une éventuelle gestation en provoquant la dentellinisation de la
muqueuse utérine et en maintenant le col fermé.
25
Fig 2 : Régulation hormonale du cycle œstral de la chienne (Senger, 2003).
26
4.2. Intéractions et évolution des taux hormonaux au cours du cycle
Lors de l’anœstrus, de légers pics de FSH et de LH se succèdent à intervalles réguliers, variant de
1 à 8 heures (Kooistra 1999). Le taux d'œstrogènes subit des variations semblables alors que la
progestéronémie reste constamment à un niveau de base inférieur à 1ng/mL (Olson 1982,
Concannon 1993).
En fin d’anœstrus, l’augmentation de la fréquence des pics de GnRH entraine une augmentation de
la fréquence des pics de FSH et de LH.
Durant le pro-œstrus, les follicules tertiaires se développent dans les ovaires, et produisent des
œstrogènes qui atteignent un pic en fin de pro-œstrus. Ce pic atteint des valeurs de 90 à 353 pmol/L
selon les auteurs (Fontbonne 2000, England 2006). Les œstrogènes exercent, à ce moment là, un
rétro-contrôle positif sur la sécrétion de LH, ce qui permet de déclencher la décharge pré-ovulatoire
de LH (Couzinet 1993). La survenue du pic de LH par rapport au pic d'œstrogènes, varie selon les
auteurs. D'après De Gier (2006), le pic de LH survient juste avant, en même temps ou juste après le
pic d'œstrogènes alors que d'après Onclin (2002), le pic de LH a lieu 24 à 48 heures après le pic
d'œstrogènes.
Les œstrogènes induisent la synthèse utérine de récepteurs aux œstrogènes ce qui intensifie leur
action lors du pro-œstrus. Ils induisent également la synthèse de récepteurs à la progestérone et
préparent ainsi l’utérus à l'action de cette dernière.
Le pic de LH atteint des valeurs allant de 7,5 à 24,8 ng/mL selon les auteurs (Concannon 1975,
Nishiyama 1999, Mellin 1976, Jeffcoate 1997, Phemister 1973, Hase 1999). Il est important de
noter que ce pic de LH peut parfois être bifide (Wildt 1978, England 2006 ).
Puis un pic de FSH (valeur moyenne de 13,8 ± 2 UI/L) survient en même temps ou juste après le
pic de LH. Les pics de LH et de FSH sont toujours associés car ils agissent en synergie (Concannon
1975, Olson 1982). La FSH permet l'acquisition de récepteurs à LH dans les cellules de la granulosa
(Kooistra 1999).
La durée du pic de FSH (moyenne de 110 ± 8 heures) est trois fois plus longue que celle de LH
(moyenne de 36 ± 5 heures) ce qui est en partie dû à une demi-vie plus longue pour la FSH (De
Gier 2006). Cette valeur de la durée du pic de LH est en accord avec celle déterminée par
Concannon (1977) qui rapporte une durée allant de 24 à 40 heures. Toutefois, certains auteurs
rapportent une durée du pic de LH beaucoup plus étalée allant de 1 à 5 jours (Phemister 1973, Wildt
1978, Guérin 1997, Badinand 1993, Onclin 2002).
Les œstrogènes chutent ensuite à leur niveau basal (35,2 pmol/L) environ 80 heures après le pic de
LH (De Gier 2006).
Le pic de LH est considéré par de nombreux auteurs comme le jour de référence de début de cycle.
En effet, l'ovulation peut être estimée avec précision à partir du moment où ce pic de LH est détecté.
Elle a lieu entre 36 et 50 heures après le pic de LH selon Concannon (1977 et 2000) et Phemister
(1973), c'est à dire 2 jours après le pic de LH. Wildt (1978) rapporte un intervalle beaucoup plus
large, allant de 24 et 96h après le pic de LH. Malgré cela, il est très souvent admis que l'ovulation a
lieu 48h après le pic de LH pour la plupart des chiennes (Concannon 1989, England 2002).
Le pic de LH provoque l’augmentation de la sécrétion de progestérone en stimulant la maturation
27
finale des follicules ovariens et leur lutéinisation. Les follicules sécrètent donc de la progestérone
avant même l’ovulation, c'est ce que l’on appelle la lutéinisation pré-ovulatoire qui est une
particularité du cycle œstral de la chienne. Ainsi, au moment du pic de LH, la progestérone passe de
son niveau basal (< 1ng/mL) à des valeurs allant de 1,2 à 2,95 ng/mL selon les auteurs (Concannon
2001, 1977, Kützler 2003, Guérin 1997, Fontbonne 2008, Wright 1997). En réalité, cette
augmentation de la progestéronémie peut arriver juste avant, en même temps ou juste après le pic de
LH (De Gier 2006, Wildt 1978). D'après Fontbonne (2008), la relation temporelle entre cette
augmentation initiale de progestérone et le pic de LH est incertaine.
La progestérone reste ensuite aux alentours du même taux pendant 2 à 3 jours avant d'augmenter à
une valeur de 5 ng/mL, qui apparait être une valeur constante au moment de l'ovulation, et ceci
quelque soit la race étudiée (Fontbonne 2008).
Il semble qu’après une sensibilisation par les œstrogènes, l'œstrus soit dû à une baisse des quantités
d’œstrogènes associées à une augmentation de la progestérone (Concannon 1977). Le
comportement d'œstrus semble donc apparaître dès le pic de LH (Fontbonne 2000, Hewitt 2000)
mais cela est très variable. Concannon (1989) et Phemister (1973) rapportent que le pic de LH peut
survenir entre -2 et + 5 jours par rapport au premier jour de l'œstrus.
Enfin, le métœstrus est marqué par la persistance de la sécrétion de progestérone par le corps jaune.
Le taux de progestérone atteint son maximum entre le 15 ème et le 25ème jour après le pic de LH
(Fontbonne 2000).
La sécrétion de progestérone reste élevée pendant plusieurs jours, puis décline progressivement
jusqu’à des valeurs basales (< 1ng/mL soit 3,18 nmol/L) vers le 75 ème jour chez la chienne non
gestante (Fontbonne 2008) alors qu’elle chute brutalement 24 heures avant la mise bas chez la
chienne gestante à un taux de 6 nmol/L (Fontbonne 2000).
Lors cette phase lutéale, la progestérone exerce un rétro-contrôle négatif sur l’hypothalamus et sur
l'hypophyse pour inhiber la synthèse des hormones gonadotropes.
La figure 3 (ci-contre) illustre la variation des taux hormonaux au cours du cycle sexuel de la
chienne.
Cette figure représente les variations des taux hormonaux d'œstrogènes, de progestérone, de LH, de
FSH et de prolactine en fonction du nombre de jours avant ou après le pic de LH.
Dans cette figure, le pic de LH représente le jour de référence pour dater les variations hormonales
qu'il existe au cours du cycle œstral.
28
Fig 3: Régulation hormonale du cycle œstral chez la chienne (Johnston 2001)
5. Particularités de l’ovulation chez la chienne
5.1. Folliculogenèse et maturation ovocytaire
La folliculogenèse comporte une première période de croissance lente, le follicule primordial se
transformant en follicule secondaire. Cette période n’est pas sous l’influence des hormones
gonadotropes.
Pendant l'anœstrus, la croissance folliculaire débute et les follicules atteignent un diamètre maximal
de 0,6 à 1,0 mm (Fontbonne 2008).
La phase de croissance rapide est, quant à elle, sous influence hormonale. Elle mène au follicule
tertiaire qui deviendra un follicule ovulatoire ou atrésique.
Au début du pro-œstrus, plusieurs follicules grandissent pour atteindre une taille de 1,5 à 5 mm de
diamètre à la fin du pro-œstrus (Hase 2000).
Quelques jours avant l’ovulation, la paroi du follicule s’épaissit, le volume de l’ovaire augmente et
à sa surface les follicules matures font protrusion. A ce moment là, les follicules mesurent entre 3 et
8 mm de diamètre (Hase 2000).
L’ovulation fait suite à une contraction du follicule qui expulse un ovocyte I immature qui nécessite
une maturation dans les oviductes d'au moins 48h (England 2002) avant d’être fécondable. En effet,
Reynaud et Fontbonne (2005) démontrent que les spermatozoïdes ne peuvent pas pénétrer dans
l'ovocyte tant qu'il n'a pas achevé sa maturation. L'ovocyte mature, bloqué en métaphase II, reste
viable de 5 à 8 jours (Fontbonne 2008, England 2006).
29
La mise en place du corps jaune fait suite à l’ovulation et conduit au développement du tissu lutéal
autour d’une cavité résiduelle.
5.2. Type d'ovulation
L’ovulation chez la chienne est spontanée, ce qui signifie que l’accouplement n’est pas nécessaire
pour que l’ovulation ait lieu.
D’autre part, la chienne est multipare, on assiste donc à une série de ruptures folliculaires (cf partie
II, § 2.5). Il faudrait par conséquent parler de poly-ovulations. Tous les follicules n’étant pas au
même stade, au niveau de l’ovaire, les ovulations ne se produisent pas au même moment. Des
études ont montré que ces ovulations se déroulaient sur un intervalle d'environ 36 heures (Boyd
1993).
5.3. Conséquences sur le moment de l’accouplement
La période féconde est la période pour laquelle les gamètes mâle et femelle sont aptes à fusionner
pour former une cellule zygote.
Elle correspond à la durée de survie des oocytes matures qui est de 4 à 7 jours après le pic de LH
d'après England (2002), Jeffcoate (1997) et Linde-Forsberg (1991). Passé le stade de 7 jours après
le pic de LH, les oocytes commencent à dégénérer et le col de l'utérus se ferme, donc le taux de
fertilité diminue.
La période fertile correspond à la période pour laquelle une saillie ou une insémination peuvent
aboutir à une gestation. Elle correspond à la période féconde à laquelle on ajoute le temps de survie
des spermatozoïdes dans le tractus génital femelle. D'après England (2002) et Concannon (1989),
cette période s'étale de 3 jours avant à 7 jours après le pic de LH, en considérant que les
spermatozoïdes survivent 7 jours (Concannon 1983). Toutefois ceci n'est vrai que lors de saillie
naturelle ou lors d'insémination en semence fraîche.
La semence a des durées de survie différentes selon son mode de conservation: la durée de survie
des spermatozoïdes est de 7 jours pour la semence fraîche, 2 à 3 jours pour la semence réfrigérée et
seulement 24h pour la semence congelée (Wright 1991, Concannon 1983).
Lorsque la reproduction se fait par saillie naturelle ou par insémination en semence fraîche, les
saillies peuvent avoir lieu pendant toute la période fertile, entre 3 jours avant et 5 jours après
l’ovulation, étant donné la durée de survie des spermatozoïdes.
Par contre lorsque la semence est réfrigérée ou congelée, l’insémination doit avoir lieu au moment
optimal, c'est à dire pendant la période féconde, entre 2 et 4 jours après l’ovulation car les
spermatozoïdes ont une durée de survie réduite (England 2002, 2006).
Badinand (1993) estime que la période optimale pour la saillie ou l'insémination est de 3,5 jours à
7,5 jours après le pic de LH. Pour Linde -Forsberg (1993), elle est de 4 à 7 jours après le pic de LH
alors que pour Tsutsui (1989) elle se situe entre 4,5 et 6,5 jours après le pic de LH.
Tsumagari (2003) et Hase (1999) rapportent que le moment idéal pour l'insémination en semence
30
congelée est de réaliser deux inséminations à 5 jours et à 7 jours après le pic de LH, soit environ à 3
et 5 jours après le jour de l'ovulation.
Nous pouvons dire que toutes ces études sont globalement en accord les unes avec les autres car les
intervalles optimaux rapportés sont très proches les uns des autres.
Il a été montré que le taux de fertilité augmente avec le nombre d'inséminations réalisées, c'est pour
cela qu'en pratique courante, on réalise deux inséminations artificielles à 1 ou 2 jours d'intervalle
pour augmenter les chances de fertilisation (Farstad 1989, Linde-Forsberg 1989).
Nous venons de décrire les particularités physiologiques et endocriniennes du cycle œstral de la
chienne. La compréhension de celles-si permettent de mettre au point des techniques de
détermination du moment de l'ovulation que nous allons étudier dans une deuxième partie.
31
32
PARTIE 2:
Étude des différentes méthodes de détermination
du moment de l’ovulation
33
34
La détermination du moment de l'ovulation est le point clef pour assurer la réussite d'un
accouplement ou d'une insémination artificielle. Les éleveurs ont souvent gardé l'habitude d'utiliser
des critères morphologiques et/ou comportementaux pour cibler l'ovulation, nous verrons quelles
sont les modifications observées et quelle fiabilité peut leur être accordées.
Toutefois, les modifications paracliniques qui ont lieu au cours du cycle œstral sont de plus en plus
utilisées. Nous étudierons successivement la cytologie vaginale, la vaginoscopie, la résistivité du
mucus vaginal, les dosages hormonaux d'œstrogènes, de progestérone et de LH, l'échographie
ovarienne et enfin la laparotomie exploratrice. Nous verrons comment réaliser chacune de ces
techniques et quelles sont leurs avantages et inconvénients respectifs.
Enfin nous verrons un exemple de protocole de suivi de chaleurs utilisé au Cerrec à Marcy l'Etoile.
1. Modifications morphologiques et comportementales
1.1. Aspects des écoulements vulvaires
Généralement, les écoulements vulvaires sont abondants et hémorragiques pendant le pro-œstrus,
alors qu’ils s’atténuent et deviennent plus clairs pendant l'œstrus. Cette modification de l’aspect se
produit normalement lors de la transition entre ces deux phases du cycle.
Selon Phemister (1973), Tsutsui (1989) et Concannon (1977), l’ovulation a lieu 2 à 3 jours après le
changement d’aspect des écoulements. Malheureusement, certaines chiennes ne présentent que peu,
voire pas de pertes vulvaires au cours des chaleurs; alors que d’autres présentent des saignements
persistants même au-delà du début du métœstrus (Guérin 1998). De plus, la durée des écoulements
vulvaires est inconstante, non seulement d’une chienne à l’autre, mais également entre les cycles
successifs d’une même chienne.
Certains éleveurs ont l’habitude de dire que les chiennes ovulent le 12 ème jour des chaleurs,
cependant cela est très variable d’une chienne à l’autre et d’un cycle à l’autre pour une même
chienne (Badinand 1993). Cette moyenne a été confirmée par l'étude de Van Haaften (1989),
cependant il insiste sur le fait que cet intervalle est très variable d'une chienne à l'autre (de 6 à 21
jours) et qu'il n'est pas possible de s'y fier. De même, England (1989) rapporte que le pic de LH
survient en moyenne 11 jours après le début des chaleurs mais que celui-ci peut arriver du 8ème au
20ème jour. England (2002) rapporte que l'ovulation peut avoir lieu entre le 5ème et le 30ème jour
après le début des chaleurs (Fig 4).
Fig 4: Relation entre le début des chaleurs et le jour d'ovulation (England 2002)
35
1.2. Modifications comportementales
L’observation du réflexe d'Amantéa ou l’acceptation du mâle par la femelle (Concannon 1983),
apparait au cours de l'œstrus. Cependant chez certaines chiennes, cela apparait très tôt au cours du
cycle ou alors des chiennes très dominantes peuvent refuser la saillie pendant toute la période des
chaleurs.
De plus, certains éleveurs confondent œstrus et période fertile, et pensent donc que la femelle
accepte le mâle lorsqu’elle est au moment de l’ovulation. L'ovulation peut avoir lieu aussi tôt que
1 jour avant ou bien aussi tard que 9 jours après l'œstrus (Mellin 1976). England (2002), montre que
l'œstrus peut arriver de 3 jours avant jusqu'à 5 jours après le pic de LH. En revanche, Phemister
(1973) et Hewitt (2000) estiment que le pic de LH correspond approximativement au début de
l'œstrus. En effet, dans son étude Phemister (1973) rapporte que la plupart des chiennes ovulent
entre le 1er et le 4ème jour de l'œstrus (Fig 5).
fig 5: Distribution du moment de l'ovulation par rapport au début de l'œstrus. D'après Phemister
(1973)
L’étude de ces modifications, morphologiques et comportementales, est couramment utilisée par les
éleveurs canins, mais aucune d'entre elles ne permet de déterminer avec précision le jour de
l'ovulation (England 2002, Wildt 1978).
2. Méthodes paracliniques
2.1. Cytologie vaginale
2.1.1. Technique de prélèvement
Le prélèvement s’effectue à l’aide d’un écouvillon stérile d’une quinzaine de centimètres,
légèrement humidifié avec du sérum physiologique. Il peut être intéressant d’utiliser un spéculum
pour éviter les contaminations par des souillures externes. L’écouvillon est introduit le long de la
commissure dorsale de la vulve, en position verticale, puis il est basculé vers l’avant à l’horizontale.
36
Cette technique permet d’éviter la fosse clitoridienne qui contient de nombreuses cellules
kératinisées pouvant être confondues avec celles d’une chienne en œstrus.
On fait ensuite tourner l’écouvillon sur lui-même puis on le retire lentement. L'écouvillon est étalé
sur une lame stérile en pressant fermement, sans le frotter pour éviter de léser les cellules. Le frottis
est immédiatement séché à l’air libre puis fixé par un mélange alcool-éther ou par un spray
cytofixateur. Le frottis ainsi fixé peut être conservé quinze jours avant d’être coloré.
2.1.2. Coloration du frottis
Le but des colorations est de différencier les cellules et de permettre de distinguer les différentes
phases du cycle sexuel.
Une coloration monochrome May Grünwald Giemsa (bleu de méthylène, violet de gentiane)
présente l’avantage d’être rapide (moins d’une minute avec les kits de coloration rapide), et de bien
différencier les leucocytes et les hématies. Cependant, les cellules sont toutes colorées en bleu et
leur distinction ne repose donc que sur des différences de taille et de forme, ainsi que sur la
présence ou non d’un noyau. Cette coloration n’apporte pas d’indication sur les affinités tinctoriales
des cellules vaginales. Il est intéressant d'utiliser cette coloration quand on veut savoir si la chienne
est encore en œstrus ou bien si elle est déjà en phase de metœstrus.
Une coloration polychrome de type Harris-Schorr nécessite environ 15 minutes et permet de mettre
en évidence les affinités tinctoriales des cellules vaginales qui apparaissent oranges, quand elles
sont acidophiles, ou bien bleues, quand elles sont basophiles (Tableau I)
Tableau I: Étapes de la coloration de Harris-Schorr
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
Étapes
Fixation alcool-éther
Alcool à 70°
Alcool à 50°
Eau distillée
Hématoxyline de Harris
Eau distillée
Eau distillée
Alcool ammonacial
Eau distillée
Alcool à 70°
Alcool à 95°
Colorant de Schorr
Alcool à 95°
Alcool à 100°
37
Durée
5minutes
Plonger 10 fois
Plonger 10 fois
Plonger 10 fois
2 minutes
1 passage
1 passage
1 minute
1 passage
1 passage
1 passage
2 minutes
1 passage
1 passage
2.1.3. Lecture et interprétation du frottis
Avant d’observer la lame au microscope, il est intéressant de prendre en compte la couleur de
l’écouvillon. En effet, pendant l’anœstrus et l'œstrus, l’écouvillon apparait le plus souvent incolore
alors qu’il prend souvent une teinte marron pendant le metœstrus. Enfin, une coloration rouge/rosé
correspond au pro-œstrus mais l’intensité de cette coloration dépend de l’importance des
écoulements au moment où est effectué le frottis.
Une fois cette étape réalisée, le frottis est observé au microscope à différents grossissements.
Le faible grossissement (x100) permet d’apprécier la richesse cellulaire du prélèvement ainsi que la
présence ou non de leucocytes et d’hématies. L’affinité tinctoriale du prélèvement et la répartition
des cellules (présence d'amas cellulaires) peuvent également être évalués à ce grossissement.
Le fort grossissement (x400) permet de différencier les types cellulaires présents sur le prélèvement.
Un frottis permet de mettre en évidence différentes cellules vaginales, mais aussi d’autres cellules
comme des leucocytes, des hématies ou même des spermatozoïdes quand la saillie a eu lieu avant
d’effectuer le prélèvement.
La muqueuse vaginale est composée de trois couches de cellules qui sont classées selon leur forme,
leur taille, la présence ou non d’un noyau et selon le rapport nucléocytoplasmique de la cellule. Ces
trois types cellulaires sont:
-
Les cellules parabasales: elles donnent naissance à tous les autres types cellulaires. Ce
sont les cellules les plus petites et les plus profondes recueillies sur un frottis. Elles sont
non kératinisées, basophiles, rondes ou ovales et à cytoplasme peu abondant. Leur noyau
est gros et vésiculeux, elles possèdent donc un fort rapport nucléocytoplasmique.
-
Les cellules intermédiaires: elles correspondent à la phase de différenciation. Elles sont
divisées en deux groupes.
Les petites cellules intermédiaires sont de taille supérieure aux cellules parabasales. Elles
sont de forme ronde, ovale, parfois aux contours anguleux. Leur cytoplasme est plus
volumineux que celui des cellules parabasales. Elles sont non kératinisées.
Les grandes cellules intermédiaires sont des cellules de grande taille au contour anguleux
ou même plissé, dont le noyau est gros, vésiculeux. Leur cytoplasme est non kératinisé,
en voie de kératinisation ou totalement kératinisé.
-
Les cellules superficielles: elles correspondent à la phase de desquamation de
l’épithélium vaginal. Elles sont divisées en deux groupes.
Les cellules superficielles à noyau pycnotique, dense, petit (6µm de diamètre) sont des
cellules de grande taille à contour anguleux et plissé dont le cytoplasme est le
plus souvent acidophile. Ces cellules sont parfois difficiles à différencier des grandes
cellules intermédiaires.
Les cellules superficielles anucléées sont des cellules de grande taille, polygonales, à
cytoplasme acidophile, au contour irrégulier et dont le noyau a totalement disparu.
38
Fig 6: Cellules superficielles anucléées (England 2002)
Remarque : sur cette illustration, le frottis a été coloré par la technique de May Grünwald Giemsa,
l'affinité tinctoriale des cellules ne peut donc pas être évalué.
Avec la coloration de Harris Schorr, on peut calculer le rapport entre le nombre de cellules
kératinisées (ou cellules acidophiles) et le nombre total de cellules épithéliales. Ce rapport est
appelé indice éosinophilique (IE):
IE=
nombre de cellules kératinisées
nombre total de cellules épithéliales
Cet indice permet d’évaluer le pourcentage de kératinisation du frottis vaginal.
La cytologie vaginale reflète les modifications hormonales ayant lieu au cours du cycle et permet
ainsi de différencier les quatre phases du cycle œstral (Fig 7).
39
Fig 7: Évolution du frottis vaginal au cours des différentes phases du cycle œstral
* Pendant l’anœstrus:
Le frottis est globalement pauvre en cellules et le fond est relativement sale. On note la présence de
quelques cellules intermédiaires mais les cellules parabasales prédominent. On observe rarement la
présence d’hématies ou de polynucléaires en très faible nombre, sans signification particulière.
Le frottis est globalement basophile: IE < 10%.
* Pendant le pro-œstrus:
Le fond du frottis est sale avec des débris cellulaires et du mucus. Il est globalement riche en
cellules et on observe une augmentation progressive du nombre de cellules intermédiaires alors que
les cellules parabasales se raréfient. On observe aussi des hématies en quantité importante.
* Pendant l'œstrus:
Le fond du frottis est propre, riche en cellules, avec une majorité de cellules superficielles à noyau
pycnotique ou sans noyau, polyédriques, acidophiles et regroupées en amas. Les hématies sont en
très faible nombre voire même absentes.
L’indice éosinophilique est maximal à ce moment là et atteint au moins 80%.
D'après Concannon (1989), l'index éosinophilique peut atteindre des valeurs maximales pendant
une large période allant de 8 jours avant à 2-3 jours après le pic de LH. Ainsi étant donné la grande
variabilité quant au moment de survenue du maximum de l'IE, il paraît impossible de se fier à cet
indice pour dater précisément le jour de l'ovulation.
40
* Pendant le metoestrus:
Le fond du frottis est sale et on observe une ré-augmentation du nombre de cellules parabasales et
intermédiaires et l’apparition de polynucléaires neutrophiles en grand nombre. L’association de
cellules parabasales et de polynucléaires neutrophiles est caractéristique du début de cette phase.
L’indice éosinophilique est inférieur à 50%.
L’évolution de l’indice éosinophilique et l’aspect des frottis permettent de déterminer le passage du
pro-œstrus à l'œstrus et ainsi limitent le nombre de dosages hormonaux à effectuer.
La réalisation de frottis vaginaux est peu coûteuse et facile à réaliser. C’est une méthode qui
nécessite peu de matériel et selon le colorant utilisé, les frottis seront plus ou moins rapides à
réaliser.
Cependant, le frottis ne permet pas de déterminer avec précision le jour d’ovulation car l’indice
éosinophilique et l’aspect du frottis peuvent rester identiques dans les jours entourant l’ovulation.
Néanmoins, la cytologie apporte des indications importantes de façon rétrospective (Holst 1974).
En effet, l’apparition du premier frottis de métœstrus permet de dire que l’on se situe 5 jours après
ovulation (Phemister 1973). De plus, England (2002) rapporte que l'insémination doit être réalisée,
idéalement, entre 2 et 4 jours avant l'apparition du frottis de metœstrus.
2.2. La vaginoscopie
Cette méthode permet de visualiser directement la muqueuse vaginale et ses sécrétions à l’aide d’un
endoscope. Or les variations de l’aspect de la muqueuse et de ses sécrétions sont sous déterminisme
hormonal, ainsi la vaginoscopie peut servir à différencier les différentes phases du cycle œstral.
Fig 8: Aspect de la muqueuse vaginale au moment du pro-œstrus (d'après England 2002)
Lors du pro-œstrus, l’augmentation des concentrations œstrogéniques provoque une rétention des
fluides dans la muqueuse et une prolifération des couches épithéliales. La muqueuse apparait alors
rose, œdématiée, avec de larges plis (Fig 8).
Des sillons longitudinaux et transversaux forment une surface lisse et pavée (Hewitt 2000).
A la fin du pro-œstrus, la chute des œstrogènes provoque une diminution de la rétention de fluides
et ainsi on peut observer une augmentation du nombre de plis qui deviennent profonds et serrés. La
muqueuse apparait plus pâle et moins œdématiée (Hewitt 2000).
41
Pendant l'œstrus, les plis deviennent anguleux. La muqueuse se dessèche et devient blanchâtre (Fig
9).
Fig 9: Aspect de la muqueuse vaginale au moment de l'œstrus (d'après England 2002)
C’est entre l’ovulation et la maturation ovocytaire que le degré de crénulation est maximal (Lindsay
1983).
Lors du métœstrus, la muqueuse devient plus fine avec des plis séparés et peu profonds et prend un
aspect bigarré avec des plages de couleur blanchâtre et rougeâtre (England 2002).
Cette méthode nécessite un matériel coûteux et demande de l’expérience quant à l’interprétation des
images observées. De plus, cette interprétation est subjective, il donc important que les observations
soient effectuées par le même manipulateur.
De plus, la vaginoscopie permet de déterminer l'œstrus mais pas le moment précis de l’ovulation
(Concannon 1989). C’est pour toutes ces raisons que cette méthode reste difficile à mettre en œuvre
en pratique courante.
2.3. La résistivité du mucus vaginal
La mesure de la résistivité du mucus vaginal s'effectue grâce à un ohmmètre qui est introduit dans le
vagin avec un angle de 45° par rapport à la ligne du dos puis horizontalement afin d'éviter de se
trouver dans le vestibule du vagin ou dans la fosse clitoridienne.
On obtient avec cette méthode, des valeurs ascendantes de la résistivité du mucus vaginal puis des
valeurs descendantes autour de l'ovulation (Leidl 1976, Clero 2009). La chute de résistivité se
produit entre 60h avant et 48h après l'ovulation. Cette chute peut être précédée d'un plateau dans
40% des cas, il est donc important de ne prendre en compte la chute que lorsqu'on a une diminution
de la résistivité d'au moins 30% par rapport à la valeur précédente. De plus, la courbe est parfois
bifide, avec un premier pic dans les valeurs basses qu'il ne faut pas prendre en compte.
La valeur du pic de résistivité ne doit pas être prise en compte car celle-ci est très variable d'une
chienne à l'autre (Günzel 1986).
42
Voici un protocole pouvant être mis en place pour effectuer ces mesures (Clero 2009).
Les mesures commencent le premier jour du pro-œstrus puis suivant la valeur de la résistivité du
mucus vaginal, la fréquence de mesure varie:
–
–
–
si la résistivité du mucus vaginal est inférieure à 100 Ω, la prise de mesure est effectuée
tous les 2 jours;
si la résistivité du mucus vaginal est croissante par rapport à la dernière mesure ou si elle
est comprise entre 100 et 350 Ω, la prise de mesure est réalisée tous les jours à heures
fixes;
si la résistivité du mucus vaginal est stable par rapport à la dernière mesure ou si elle est
supérieure à 350 Ω, la prise de mesure s'effectue deux fois par jour à heures fixes, afin
de ne pas manquer le pic de résistivité.
À partir de ce moment là, si on observe une chute de la résistivité du mucus vaginal de
30% en 24 heures, il est nécessaire de réaliser un dosage de la progestérone pour
confirmer que l'ovulation a bien eu lieu.
Cette méthode est facile à utiliser et les mesures peuvent être effectuées par le propriétaire lui-même
s'il le souhaite.
Cette méthode peut être utilisée pour programmer des saillies naturelles ou des inséminations en
semence naturelle car la durée de survie des spermatozoïdes peut pallier le manque de précision de
la méthode. En revanche, il n'est pas possible de l'utiliser pour des inséminations en semence
réfrigérée ou congelée car cela demande une trop grande précision.
De plus, il faut être vigilant quant au risque de vaginite lié au passage d'un élément non stérile dans
le vagin lors des mesures. Enfin, les mesures doivent être effectuées par le même opérateur pendant
tout le suivi afin de réaliser les mesures toujours au même endroit dans le vagin.
2.4. Les dosages hormonaux
Différents types de dosages hormonaux peuvent être utilisés pour déterminer le moment de
l’ovulation chez la chienne. Les hormones dosées sont la progestérone, l'œstradiol et la LH.
2.4.1. Le dosage des œstrogènes
L'œstradiol est sécrété par les follicules ovariens en croissance, il augmente d’un niveau basal en
début de pro-œstrus jusqu’à atteindre un pic atteignant des valeurs allant de 90 à 353 pmol/ en fin
de pro-œstrus, environ 1 ou 2 jours avant, le même jour, voire juste après le pic de LH (De Gier
2006, Onclin 2002). L’ovulation a donc lieu environ 2 à 4 jours après le pic d'œstradiol.
Cependant le dosage de cette hormone nécessite des dosages quotidiens et se fait par méthode RIA,
ce qui nécessite de faire appel à des laboratoires spécialisés. De plus, la mesure du taux d'œstradiol
s’avère être difficile car les valeurs d'œstradiol varie fortement d’une chienne à l’autre mais aussi
d’un laboratoire à l’autre. Enfin, les taux d'œstradiol restent faibles tout au long du cycle et les
méthodes utilisées ont parfois un seuil de sensibilité supérieur aux taux observés.
Toutes ces raisons font de cette méthode, une méthode peu pratique et donc peu utilisée en pratique
courante.
43
2.4.2. Le dosage de la progestérone
L’utilisation du dosage de cette hormone se base sur une particularité physiologique du cycle sexuel
de la chienne: la lutéinisation pré-ovulatoire des follicules (§ I.4.1). En effet, chez la chienne, la
sécrétion de progestérone débute avant que l’ovulation n’ait eu lieu.
La progestérone peut être dosée de manière quantitative par méthode radio-immunologique (RIA)
ou par chimiluminescence (exemple : Immulite), ou bien par méthodes semi-quantitatives par des
kits ELISA.
Le taux de progestérone se situe dans des valeurs basales inférieures à 1 ng/mL pendant l'anœstrus
et au début du pro-œstrus (Wright 1990).
Puis le taux de progestérone augmente juste avant, en même temps ou juste après le pic de LH (De
Gier 2006, Wildt 1978).
Voici les différentes valeurs du taux de progestérone rapportées d'après plusieurs études (Tableau
II).
Tableau II: Valeurs du taux de progestérone au moment du pic de LH selon différentes études.
Noms des auteurs
Valeurs du taux de progestérone (ng/mL)
Concannon 2001 et Nishiyama 1999
Concannon 1977
Kützler 2003
Guérin 1997
Wright 1990, 1991
1,21 ± 0,92
1,6 ± 0,2
2,02 ± 0,8
2,95 ± 1,2
2 à 4,8
Fontbonne 2008
Hewitt 2000
2,2 à 2,58
2à4
Ces auteurs sont d'accord pour dire que mesurer le taux de progestérone au moment d'apparition du
pic de LH est une bonne méthode pour déterminer le moment de l'ovulation. La valeur du taux de
progestérone est stable à ce moment là.
Il semble que les valeurs du taux de progestérone mesurées par RIA donnent des valeurs plus
élevées que celles mesurées par chimiluminescence (Fontbonne 2008), ce qui pourrait expliquer les
différences de valeurs de certaines études.
On peut également mesurer le taux de progestérone au moment de l'ovulation.
Plusieurs auteurs démontrent que le taux de progestérone au moment de l'ovulation est d'environ
5 ng/mL (Fontbonne 2008, Wright 1990, Arbeiter 1991, Okkens 1985, Wallace 1992, Bouchard
1990). D'ailleurs Fontbonne (2008) affirme que cette méthode est très précise pour déterminer le
moment de l'ovulation car le taux de progestérone à ce moment là est constant, quelque soit la race.
D'autres auteurs rapportent des valeurs plus basses, comme Hase (2000) et Jeffcoate (1997) avec
des taux de progestérone d'environ 2,5 ng/mL au moment de l'ovulation.
44
Le dosage de la progestérone est une méthode fiable pour déterminer le moment de l’ovulation.
Cependant, il est important de respecter quelques règles. Les laboratoires effectuant des dosages
quantitatifs de progestéronémie doivent être étalonnés car la valeur absolue obtenue est propre à
chaque laboratoire. Pour cela, les laboratoires utilisent plusieurs échantillons de plasma de chiennes
ayant ovulées de façon certaine, ils les dosent et déterminent ainsi leur propre valeur de
progestéronémie correspondant à l’ovulation.
La plupart des vétérinaires n’ayant pas à leur disposition le matériel pour réaliser ces dosages
quantitatifs, ils utilisent des kits colorimétriques semi-quantitatifs (méthode ELISA) qui ne
permettent pas d’avoir une valeur exacte de progestéronémie. Il faut donc rester prudent lors de
l’interprétation de ces résultats.
2.4.3. Le dosage de la LH
Comme nous l'avons vu précédemment, le jour du pic de LH, est souvent considéré comme le jour
de référence du cycle œstral chez la chienne. À partir de ce pic, nous pouvons déduire le jour de
l'ovulation qui a lieu en moyenne 48h après.
Malgré ces apparentes qualités, la détection de ce pic est considérée comme difficile par de
nombreux auteurs.
Tout d'abord, jusqu'à maintenant il n'existait pas de test ELISA disponible sur le marché et donc, la
seule façon de mesurer la concentration de LH était d'utiliser la méthode RIA qui est peu pratique
car seulement disponible dans des laboratoires spécialisés. Le délai d'attente pour obtenir les
résultats est donc long et cela revient cher.
De plus, plusieurs auteurs s'accordent à dire que pour ne pas manquer le pic de LH, il faut réaliser
ces dosages au moins deux fois par jour car la durée du pic en lui-même est courte. Fontbonne
(2008) détecte le pic de LH par RIA dans seulement 73,6% des cas en réalisant 2 à 3 prises de sang
par jour.
Enfin, certaines études ont montré que le pic de H était parfois biphasique et qu'il ne fallait donc pas
prendre en compte le premier pic (Jeffcoate 1989).
Le niveau basal de LH est de 1,4 ± 0,1 ng/mL d'après Concannon (1975) et Wildt (1979).
Le tableau III récapitule les valeurs du pic de LH répertoriées dans la littérature.
45
Tableau III: Valeurs du pic de LH selon les auteurs
Noms de(s) auteurs
Valeur de LH (en ng/mL)
Fontbonne 2008
4,85 ± 1,96
Badinand 1993
6,9 à 14,8
Concannon 1977
7,3 ± 1,0
Wildt 1978
8 à 50
Guérin 1997
10 à 22
Wallace 1992
14,68 à 13,99
Nishiyama 1999
15,77 ± 7,66
De Gier 2006
18,7 ± 5,8
Mellin 1976
25,3
Hayer 1993
25,7 ± 26,5
Phemister 1973
29,1 ± 0,8
Nous pouvons constater que les valeurs du pic de LH varie beaucoup d'une étude à l'autre et même
au sein d'une même étude avec des écarts-types très importants.
Toutefois, pour dater l'ovulation, ce n'est pas la valeur du pic qui nous intéresse mais le moment
d'apparition de ce pic. Ainsi en suivant l'évolution de la concentration en LH au cours du cycle, il
semble possible de dater le jour d'apparition du pic de LH.
Certaines études ont testé la fiabilité d'un test immuno-enzymatique par rapport à la méthode RIA.
Celles-ci ont montré que les résultats étaient très similaires entre les deux méthodes et que le test
immuno-enzymatique pouvait être utilisé pour détecter le pic de LH (Nishiyama 1999, Küstritz
2001).
2.5. L'échographie ovarienne
Cette méthode permet de visualiser l’évolution de l’aspect des ovaires au cours du cycle œstral.
Pour réaliser cet examen, il est recommandé d’utilisé des sondes linéaires ou curvilinéaires à haute
fréquence (8 à 10 MHz).
La voie d’abord utilisée est la voie abdominale, la sonde étant placée au niveau du flanc soit en
décubitus dorso-latéral soit debout lorsque la visualisation des images est trop difficile. L'ovaire se
situe au pôle caudal du rein, au niveau de la 5ème vertèbre lombaire (Concannon 2003).
L’aspect des ovaires varie au cours du cycle, permettant ainsi de distinguer les différentes phases du
cycle.
* Pendant l’anœstrus:
Lors de cette phase, la visualisation des ovaires est difficile. En effet à ce stade, les ovaires ont une
échogénicité semblable à celle des structures avoisinantes et les structures folliculaires sont de
petite taille, souvent inférieures à 1 mm (Concannon 2003).
46
* Période péri-ovulatoire:
Pendant le pro-œstrus, les ovaires sont plus facilement visualisables et ils occupent une position
caudo-ventrale par rapport aux reins. Les follicules ovariens apparaissent comme de petites
structures sphériques anéchogènes entourés d'une paroi fine inférieure à 1 mm (Levy 2007). Dans
les jours précédant l’ovulation, leur diamètre augmente régulièrement et leur paroi s’épaissit et
devient hyperéchogène par rapport au stroma ovarien. Cela correspondrait à la lutéinisation préovulatoire des follicules. Leur taille varie de 6 à 9 mm de diamètre selon la race (Fontbonne 2006).
L'augmentation de taille des follicules pré-ovulatoires est corrélée à l'augmentation de sécrétion des
œstrogènes (Hayer 1993).
Fig 10 : Aspect échographique des ovaires en période pré-ovulatoire (Fontbonne 2006)
Le jour de l’ovulation, lorsque l'on peut observer une disparition brutale des images folliculaires,
l’ovaire présente une structure d’échogénicité homogène et peut ainsi être difficile à visualiser (Fig
11).
Fig 11 : « collapsus folliculaire » au moment de l'ovulation (Fontbonne 2006)
47
Fontbonne (2006) constate que plusieurs difficultés apparaissent pour détecter l'ovulation:
–
dans certains cas, on n'observe pas de disparition brutale des cavités folliculaires
(« collapsus folliculaire ») (Hayer 1993, England 1993, Wallace 1992) ;
–
dans plus de la moitié des cas, de petites structures hypoéchogènes persistent au moment
de l'ovulation. Celles-ci étant plus petites et plus irrégulières que les follicules préovulatoires ;
–
dans 45,9 % des cas, des follicules non-ovulés persistent jusqu'à 3 jours après l'ovulation
(Fig 12). Il est donc important de ne pas attendre que tous les follicules ovulent pour
dater le jour de l'ovulation (Silva 1996, Wallace 1992).
Fig 12 : Aspect échographique des ovaires au moment de l'ovulation : persistance de structures
hypoéchogènes juste après ovulation (Fontbonne 2006)
Après l'ovulation, les images folliculaires sont remplacées par des images hypoéchogènes
caractéristiques de corps jaunes (Fig 13): paroi plus épaisse que celle des follicules avec une zone
anéchogène plus petite que celle des follicules qui se comble au cours de la maturation du corps
jaune ( Boyd 1993, Renton 1992).
Fig 13 : Aspect échographique des ovaires après ovulation (Fontbonne 2006)
48
On peut observer, dans certains cas, dans les heures qui suivent l'ovulation, une accumulation de
liquide entre l'ovaire et la bourse ovarique (Fig 14) qui correspondrait au liquide intra-folliculaire
accumulé après expulsion de l'ovocyte lors de l'ovulation (Fontbonne 2006, Eker 2006).
Fig 14 : Aspect échographique des ovaires après ovulation : accumulation de liquide entre l'ovaire
et la bourse ovarique (Fontbonne 2006)
Il peut parfois être difficile de différencier les follicules pré-ovulatoires et les jeunes corps jaunes
(England 2003, Hayer 1993). Ainsi il apparaît nécessaire d'effectuer un examen échographique
quotidien pour ne pas manquer la transition entre les follicules pré-ovulatoires et les jeunes corps
jaunes (England 1993, Silva 1996, Fontbonne 2006).
Ainsi pour résumer, on considère que l’ovulation a eu lieu quand les images sphériques
anéchogènes et de grande taille disparaissent pour être remplacées par des structures d'échogénicité
croissante.
Dans son étude, (Fontbonne 2006) démontre que l'examen échographique des ovaires augmente de
seulement 10% la précision de détection de l'ovulation par rapport au dosage de la progestérone.
Dans cette étude, l'ovulation était détectée dans 93,7% des cas grâce à l'examen échographique et
durait moins de 24h.
Il estime que la détection de l'ovulation peut être réaliser avec un échographe de qualité standard, en
effectuant un examen quotidien, pour les chiennes de poids inférieur à 25kg. En revanche, pour les
plus grands gabarits ou pour les chiennes obèses, il semble nécessaire d'utiliser un échographe de
qualité supérieure.
Ainsi, étant donné les contraintes liées à cet examen, il paraît judicieux de réserver cette méthode
aux cas où l'on veut dater très précisément l'ovulation comme par exemple lors d'insémination en
semence congelée ou réfrigérée ou encore lors d'antécédents d'infertilité chez la chienne.
49
2.6. La laparotomie exploratrice
Cette méthode permet de visualiser directement l’aspect des ovaires. Toutefois, la laparatomie
exploratrice est très invasive et n’est donc plus utilisée sauf lors de travaux d’expérimentation. De
plus, malgré la visualisation directe des ovaires, il peut s'avérer difficile de déterminer avec
précision le moment de l'ovulation (Wildt 1978, Phemister 1973, Concannon 1977, Silva 1996).
3. Exemple de protocole de suivi de chaleurs au Cerrec
Les praticiens combinent souvent la mesure de la progestéronémie et la réalisation de frottis vaginal
pour la détection de l'ovulation. Voici un exemple de suivi de chaleurs réalisés par le Cerrec au
Campus Vétérinaire de Vetagro Sup (Fig 15)
A partir du 6ème jour de chaleurs
Frottis vaginal
Si IE > 50%
et/ou si > 10j de chaleurs
Si IE<50 %
Si < 6nmol/L,
dosage dans 4 jours
Mesure progestéronémie
Si entre 18 et 25 nmol/L,
Dosage le lendemain
Si entre 6 et 12 nmol/L,
Dosage dans 3 jours
Si > 25-30 nmol/L,
Ovulation confirmée
Si entre 12 et 18 nmol/L,
Dosage dans 2 jours
Si entre 25 et 30 nmol/L,
IA à 48h et 96h
Si > 30 nmol/L,
IA à 24h et 72h
Fig 15: Exemple de protocole de suivi de chaleurs
50
A partir du 6ème jour de chaleurs, un frottis vaginal est réalisé et coloré avec la technique d'HarrisShorr. Si l'index éosinophilique est inférieur à 50%, on attend 4 jours avant de réaliser un nouveau
frottis vaginal.
Si cet indice est supérieur à 50% de cornification et/ou si la chienne est à plus de 10 jours du début
des chaleurs, un dosage de la progestéronémie est effectué.
Puis suivant la valeur de progestéronémie, les dosages sont réitérés à un intervalle différent :
–
Situation n°1 : la progestéronémie est inférieure à 6 nmol/L, c'est à dire en dessous de
son niveau basal, on effectue le dosage de progestéronémie 4 jours plus tard car on sait
que le pic de LH n'a pas encore eu lieu. Donc même si celui-ci a lieu le lendemain du
prélèvement, l'ovulation aura lieu au plus tôt 3 jours après le prélèvement et donc
lorsqu'on effectuera le prélèvement suivant 4 jours plus tard, nous nous retrouverons
dans la situation n°5b.
–
Situation n°2: si la progestéronémie est comprise entre 6 et 12 nmol/L, le dosage est
effectué 3 jours après car on se situe dans l'intervalle de valeurs où a lieu le pic de LH.
L'ovulation a donc lieu au plus tôt 2 jours plus tard donc lorsqu'on effectuera le
prélèvement suivant, nous nous retrouverons au pire dans la situation n°5b.
–
Situation n°3 : si la progestéronémie est comprise entre 12 et 18 nmol/L, le dosage est
effectué 2 jours plus tard. Le pic de LH a eu lieu mais pas l'ovulation.
–
Situation n°4 : si la progestéronémie est comprise entre 18 et 25 nmol/L, le dosage est
effectué le lendemain car l'ovulation est imminente.
–
Situation n°5 : si la progestéronémie est supérieure à 25 nmol/L, l'ovulation est
confirmée.
Situation n°5a : si cette valeur est comprise entre 25 et 30 nmol/L, les inséminations
artificielles seront réalisées 2 et 4 jours plus tard car on considère que l'ovulation a
eu lieu le jour du prélèvement.
Situation n°5b : si la progestéronémie est supérieure à 30 nmol/L, elles seront
réalisée le lendemain et 3 jours plus tard car on considère que l'ovulation a eu lieu la
veille du prélèvement.
Nous venons d'étudier quelles étaient les différentes méthodes utilisées pour déterminer le moment
de l'ovulation. Nous pouvons retenir que la mesure de la progestéronémie associée à la réalisation
de frottis vaginaux est actuellement la méthode la plus fiable et la plus utilisée par les praticiens
vétérinaires. L'échographie ovarienne est une technique très prometteuse donnant de bons résultats
de fiabilité, toutefois les contraintes techniques liées à cette méthode font que cette technique reste
réservée au cas particuliers de suivi de chaleurs qui nécessitent une grande précision.
Dans la troisième partie, nous allons étudier, par l'intermédiaire d'une étude expérimentale, le
dosage semi-quantitatif de la LH comme moyen de détermination de l'ovulation.
51
52
PARTIE 3:
ETUDE EXPERIMENTALE
DOSAGES SEMI-QUANTITATIFS DE LH
53
54
Dans cette troisième partie, nous allons étudier expérimentalement le dosage semi quantitatif de LH
comme moyen de détermination de l'ovulation.
L'objectif de cette étude est de déterminer s'il est possible ou non de détecter avec précision le jour
de l'ovulation en disposant d'échantillons sanguins collectés tous les deux jours à partir du 8ème
jour de chaleurs.
Tout d'abord, nous exposerons quelles sont le matériel et le protocole utilisés dans cette étude
expérimentale. Puis pour exposer les résultats de cette étude, nous avons choisi de présenter d'une
part les résultats liés à la détection des pics de LH et d'autre part les résultats tentant d'expliquer la
non détection de tous les pics de LH.
Enfin nous comparerons nos résultats avec les données de la littérature et nous essaierons
d'expliquer les limites de cette étude.
1. Matériels et méthodes
1.1. Animaux
Dans cette étude, nous avons sélectionné 36 chiennes Labrador et une chienne Golden Retriever
âgées de 6,1 ans en moyenne. Toutes ces chiennes appartiennent au CESECAH (Centre d'Étude, de
Sélection et d'Élevage pour Chiens guides d'Aveugles et Autres Handicapés), elles sont logées en
chenil avec trois sorties quotidiennes dans un parc lorsqu'elles sont en chaleurs ou bien en
« familles d'élevage », chez des particuliers en dehors de cette période. Elles sont nourries avec des
croquettes Royal Canin Adulte Labrador ou Golden.
1.2. Protocole d'expérimentation
Lorsque l'une de ces chiennes montrait les premiers signes de chaleurs, objectivés dans cette étude
par des pertes de sang vulvaires, elle était surveillée quotidiennement par les techniciens du
Cesecah.
A partir du 8ème jour de chaleurs, une prise de sang était réalisée, à la veine céphalique droite ou
gauche, sur chaque chienne, tous les deux jours.
La progestéronémie était ensuite dosée par chimiluminescence (Appareil Roche) par un laboratoire
externe au Cesecah.
Une fois que la progestéronémie dépassait le seuil de 10 ng/mL, il était considéré que l'ovulation
avait eu lieu et deux inséminations artificielles, en semence fraîche ou congelée, ou deux saillies
naturelles étaient alors réalisées 2 jours et 4 jours après l'estimation du jour d'ovulation. Dans le cas
des inséminations, la semence était observée au microscope pour vérifier qu'un nombre suffisant de
spermatozoïdes étaient vivants. A partir d'octobre 2010, suite à un changement de protocole effectué
par les membres du Cesecah, les inséminations étaient réalisées le lendemain de l'ovulation et 3
jours après.
Ensuite les échantillons de sang étaient stockés au réfrigérateur à +4°C et envoyés régulièrement au
Cerrec par colis.
Une fois au Cerrec, certains échantillons étaient encore une fois analysés pour doser la
progestéronémie par chimiluminescence (Immulite). Puis tous les échantillons étaient triés et
stockés au congélateur à -20°C.
55
Plusieurs données étaient à notre disposition pour sélectionner les échantillons que nous voulions
tester avec les kits de dosage Witness LH.
Nous avons choisi deux critères de sélection des échantillons pour cibler la période du pic de LH:
- Tout d'abord, nous avons décidé d'utiliser le jour de l'ovulation, comme premier critère de
sélection, pour cibler rétrospectivement la période qui entoure le pic de LH. L'ovulation était
considérée comme confirmée le jour où la progestéronémie, dosée par le Cerrec, était comprise
entre 25 et 30 nmol/L. Nous avons choisi de nous appuyer sur les valeurs de progestéronémie à
l'ovulation, déterminées par le Cerrec, car nous sommes certains que passé ce seuil, en utilisant
l'Immulite, l'ovulation a bien eu lieu.
D'après la plupart des auteurs, il est très souvent admis que l'ovulation a lieu 48h après le pic de LH
(Concannon 1989, England 2002, Phemister 1973). Toutefois certains rapportent un intervalle
beaucoup plus large allant de 24 à 96 heures (Wildt 1978), soit de 1 jour à 4 jours après le pic de
LH.
C'est pourquoi en fixant un intervalle allant de 1 jour à 5 jours avant l'ovulation, nous avons tenté
d'englober de façon quasi certaine la survenue du pic de LH.
- Puis nous avons choisi comme deuxième critère de sélection la date de mise-bas.
Plusieurs auteurs s'accordent à dire que la mise-bas survient, de façon précise, 65 ± 1 jours après le
pic de LH (Concannon 1983, Concannon 2000, Jeffcoate 1997). Ainsi nous avons voulu cibler la
période qui englobe le pic de LH en sélectionnant tous les échantillons compris entre 63 et 67 jours
avant la date de mise-bas.
Les échantillons sélectionnés étaient ensuite testés grâce aux kits de dosage de LH (Witness ® LH,
Synbiotics).
Witness® LH est un test de dosage de LH semi-quantitatif. C'est un test immuno-chromatographique
utilisant des anticorps conjugués qui permettent de révéler la présence de LH en visualisant une
ligne rose.
Pour réaliser ces tests, nous avons déposé trois gouttes de sérum dans la zone 1, soit 150μL, à l'aide
d'une micropipette. Le sérum utilisé ne devait être ni hémolysé ni lipémique.
Une ligne de contrôle présente sur chaque test, dans la zone 3, permettait de vérifier que le test avait
bien fonctionné.
Le résultat était lu précisément vingt minutes après le dépôt du sérum dans la zone 1.
Un résultat positif correspondait à l'apparition dans la zone 2, d'une ligne rose d'intensité égale ou
supérieure à la ligne de contrôle (Fig 16).
56
Fig 16: Illustrations des deux types de résultats positifs obtenus avec le test Witness LH
Nous avons choisi de symboliser la situation C en notant le résultat « = », cela correspondait donc à
un résultat positif avec la bande testée de même intensité que la bande de contrôle. La situation D
était notée « + » et correspondait à une bande testée d'intensité supérieure à la bande de contrôle
(Annexe 1).
Les résultats positifs, situations C et D, correspondent à une concentration en LH supérieure ou
égale à 1 ng/mL.
Lorsqu'aucune bande n'apparaissait dans la zone 2 ou bien lorsque cette bande était d'intensité
inférieure à la bande de contrôle, le résultat était négatif (Fig 17).
Fig 17: Illustrations des deux types de résultats négatifs obtenus avec le test Witness LH
La situation A était notée « Ǿ » et correspondait à l'absence de bande testée dans la zone 2, la
situation B était notée « - » et correspondait à une bande testée d'intensité inférieure à la bande de
contrôle (Tableau récapitulatif annexe).
Ces deux types de résultats correspondent à des concentrations en LH inférieures à 1 ng/mL.
57
2. Résultats
Tous les résultats de l'étude sont classés dans le tableau récapitulatif en annexe.
2.1. Caractéristiques de la population étudiée
La population étudiée est constituée de 36 chiennes Labrador et d'une chienne Golden Retriever
(Voltige) âgées de 6,1 ± 2,0 ans. Le poids moyen des chiennes est de 29,8 kg.
La taille moyenne des portées est de 7,0 ± 2,4 chiots. La durée de gestation apparente de la
population étudiée est de 59,7 ± 1,5 jours.
Nous avons retenu seulement 35 chiennes pour l'étude car pour les 2 chiennes écartées, il nous
manquait trop de données.
Pour certaines chiennes, nous avons étudié plusieurs cycles. Ainsi le nombre total de cycles étudiés
est de 51. Cependant, par manque de données, nous avons retenu seulement 43 cycles.
Le nombre moyen de tests de dosages de LH effectués par cycle est de 2,1 ± 0,9.
2.2 Résultats analytiques des tests de dosage de LH
2.2.1. Pics de LH détectés
Grâce aux kits de dosages Witness LH, nous avons pu détecter 20 pics de LH sur les 43 cycles
étudiés, soit 47%.
* Analyse par rapport au premier critère de sélection « le jour d'ovulation » :
Sur ces 20 pics de LH détectés, nous avons pu déterminer avec précision le jour d'ovulation pour 14
cycles. L'ovulation étant confirmée, le jour où les valeurs de progestéronémie, dosées au Cerrec,
étaient comprises entre 25 et 30 nmol/L.
Remarque :
Lorsqu'au jour J, la valeur de la progestéronémie était inférieure à 25 nmol/L et qu'au jour J+1, la
progestéronémie était supérieure à 30 nmol/L, nous considérions que l'ovulation avait eu lieu le
jour J.
En moyenne, nous avons testé 2,1 échantillons par cycle étudié en utilisant ce premier critère de
sélection, « jour d'ovulation ».
La figure 18 représente la répartition des échantillons testés en fonction de ce critère de sélection.
58
Nombre d'échantillons testés
12
10
8
6
4
2
0
1
2
3
4
5
Nombre de jours avant ovulation
Fig 18: Répartition des échantillons testés en fonction du nombre de jours avant l'ovulation
La majorité des échantillons à notre disposition, correspondait à des prélèvements datant de 1 à 2
jours avant l'ovulation.
Nous avons ensuite représenté le jour de survenue du pic de LH par rapport au jour d'ovulation (Fig
19).
Le pic de LH a lieu 2,6 ± 0,6 jours avant le jour d'ovulation.
50% des pics de LH détectés ont lieu 2 jours avant l'ovulation, 43% ont lieu 3 jours avant et 7% ont
lieu 4 jours avant.
Aucun pic n'a été détecté au delà de l'intervalle [2-4] jours avant le jour de l'ovulation.
Pourcentage de pics de LH détectés
60
50
40
30
20
10
0
2
3
4
Nombre de jours avant ovulation
Fig 19: Répartition des pics de LH détectés en fonction du nombre de jour avant ovulation
59
Nous avons calculé précédemment quel était le moment de survenue du pic de LH par rapport au
jour de l'ovulation, en ayant pris comme référence le jour d'ovulation déterminé par les mesures de
progestéronémie effectuées au Cerrec. Nous avons obtenu un pic de LH qui survient en moyenne
2,6 ± 0,6 jours avant le jour de l'ovulation.
Nous avons voulu voir si en prenant comme jour de référence le jour d'ovulation déterminé par le
Cesecah, nous obtenions une différence quant au moment de survenue du pic de LH.
Tout d'abord, nous avons calculé les écarts qu'il existe entre les deux dates d'ovulation déterminées
par le Cerrec et le Cesecah (Tableau IV).
Tableau IV: Ecart en jours entre la date d'ovulation déterminée par le Cerrec et le Cesecah
Ecart ovulation Cerrec-Cesecah (en jours)
Pourcentage
-1
16,70%
0
45,20%
1
14,30%
Date ovulation Cerrec non déterminée
26,20%
Pour environ 1 cycle sur 4, nous n'avons pas pu déterminer le jour de l'ovulation au Cerrec car nous
ne disposions pas de tous les échantillons. Donc dans ces cas là, nous ne pouvons pas comparer la
date d'ovulation déterminée par le Cesecah à celle du Cerrec.
Pour 45 % des cycles étudiés, nous avons obtenu la même date d'ovulation que nous utilisions le
dosage par chimiluminescence au Cerrec ou au Cesecah.
Dans les 30% des cas restant, la date d'ovulation déterminée par le Cesecah précède d'un jour ou
succède d'un jour celle déterminée par le Cerrec.
Nous avons ensuite calculé quel était le moment de survenue du pic de LH par rapport aux dates
d'ovulation déterminées par les mesures de progestéronémie effectuées par le laboratoire avec qui
travaille le Cesecah (Fig 20).
60
pourcentage de pics de LH détectés
45
40
35
30
25
20
15
10
5
0
-1
-2
-3
-4
nombre de jours avant ovulation
Fig 20: Répartition des pics de LH détectés en fonction du nombre de jours avant le jour
d'ovulation déterminé par le Cesecah
Le pic de LH survient 2,6 ± 0,7 jours avant le jour d'ovulation déterminé par le Cesecah.
Nous avons obtenu un pic de LH un jour avant l'ovulation et tous les autres se situent dans
l'intervalle 2-4 jours avant ovulation.
* Analyse par rapport au deuxième critère de sélection « la date de mise-bas »:
Sur les 20 pics de LH détectés, nous disposions de la date de mise-bas pour 15 cycles.
Grâce à ce deuxième critère de sélection, nous avons testé en moyenne 2,3 ± 0,9 échantillons par
cycle étudié.
Voici ci-dessous le nombre d'échantillons testés en fonction de ce critère de sélection (Fig 21).
10
Nombre d'échantillons testés
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
63
64
65
66
67
Nombre de jours avant la mise bas
Fig 21: Répartition des échantillons testés en fonction du nombre de jours avant la mise-bas
61
Nous avons ensuite analysé la répartition des pics de LH en fonction du nombre de jours avant la
date de mise-bas (Fig 22). Comme nous avions préalablement sélectionné certains échantillons en
fonction du nombre de jour avant l'ovulation, nous avons détecté des pics de LH en dehors de
l'intervalle de sélection « mise-bas ». Ainsi nous avons détecté un pic de LH 61 jours avant la misebas et deux pics de LH 62 jours avant la mise-bas (Fig 22).
Le pic de LH survient 63,7 ± 1,4 jours avant la mise-bas.
80% des pics de LH sont détectés entre 63 et 66 jours avant la mise-bas.
Pourcentage de pics de LH détectés
35
30
25
20
15
10
5
0
61
62
63
64
65
66
67
Nombre de jours avant la mise bas
Fig 22: Répartition des pics de LH détectés en fonction du nombre de jours avant la mise-bas
Remarque :
Les cinq cycles pour lesquels nous avons détecté un pic de LH mais pour lesquels la date de misebas n'était pas connue, correspondent soit à des chiennes vides malgré la mise à la reproduction
(exemples: Clécy, Crispy et Cybelle) soit à des chiennes qui ont participé à un protocole
expérimental dans le cadre de leur réforme et qui ont été ovariectomisées après fécondation
(exemple: Volvic et Ukraine).
62
* Valeurs de progestéronémie au moment du pic de LH :
Le jour du pic de LH, la valeur moyenne de la progestéronémie, dosée par chimiluminescence au
Cesecah est de 6,4 ± 3,6 nmol/L alors qu'elle est de 5,8 ± 2,6 nmol/L, dosée par chimiluminescence
au Cerrec.
Afin de comparer les moyennes de progestéronémie obtenues par le Cerrec et le Cesecah et donc de
déterminer s'il existe une différence significative entre ces deux moyennes, nous avons effectué un
test d'homogénéité sur séries indépendantes. Avant tout, il était nécessaire de visualiser les
distributions pour juger de leur normalité. Voici ci dessous, une représentation par des diagrammes
en boite des valeurs de progestéronémie obtenues (Fig 23).
14
Valeurs de progestéronémie
12
10
8
6
4
2
0
cerrec
cesecah
Fig 23: Répartition des valeurs de progestéronémie en fonction du lieu de leur mesure.
On peut ainsi observer que les distributions sont proches de lois normales.
Nous avons ensuite comparé les variances par un test de Fischer.
La variable de décision a été calculée : fobs= σ1²/σ2² avec σ1² et σ2² représentant les variances
respectives des valeurs du Cerrec et du Cesecah.
fobs= 6,60/12,75= 0,52
fobs est compris entre les valeurs des deux fractiles à 2,5% et 97,5% de la loi de Fisher et Snédécor
(avec ν1=16 et ν2=16, les degrés de liberté respectifs).
Ainsi on peut conclure qu'il n'y a pas de différence significative entre les deux variances car
p > 0,05.
63
On peut alors réaliser un test de Student en supposant les variances égales.
On a calculé la variable de décision t = (m1-m2)/(σ √(1/n1+1/n2)), σ représentant l'estimation de
l'écart type commun défini par σ = √(((n1-1)σ1²+(n2-1)σ2²)/(n1+n2-2)) et m1 et m2 les moyennes
respectives des deux échantillons de taille n1 et n2.
σ = 3,11 et tobs= 0,56
En se reportant à la table bilatérale de la loi de Student pour le degré de liberté n 1 + n2 – 2 , on
évalue p > 0,05.
On conclut donc qu'il n'y a pas de différence significative entre les deux moyennes de
progestéronémie dosées par le Cerrec et par le Cesecah.
* Durée des pics de LH détectés :
Dans cette étude, nous n'avons pas pu conclure sur la durée du pic de LH car nous ne disposions pas
d'échantillons quotidiens. Seule l'étude d'un cycle nous a permis de dire que le pic de LH n'avait
duré qu'un seul jour (Tableau V).
Tableau V : Analyse du cas d'Uganda
Date de
prélèvement
Progestéronémie
Cerrec (nmol/L)
Progestéronémie
Cesecah (ng/mL)
Dosage LH
Jours avant mise-bas
09/03/10
13,3
0,8
-
65
10/03/10
9,13
=
64
11/03/10
12,2
4,3
-
63
12/03/10
?
7,65
Non sélectionné
Dans le cas d'Uganda, nous n'avons pas pu déterminer avec certitude le jour de l'ovulation car avec
le dernier échantillon dont nous disposions au Cerrec, le 11 mars 2010, nous avons mesuré une
valeur de progestéronémie qui n'atteignait pas les 25 nmol/L. Les valeurs de progestéronémie
dosées par le Cesecah n'atteignaient pas non plus le seuil de 10 ng/mL correspondant au jour de
l'ovulation.
Malgré cette incertitude, Uganda a été saillie le 15 et le 17 mars 2010, supposant donc, d'après le
protocole Cesecah, que l'ovulation ait eu lieu 2 jours avant soit le 13 mars 2010.
Uganda a mis-bas le 13 mai 2010. Nous avons ainsi pu sélectionné trois échantillons de 63 à 65
jours avant cette date.
Nous avons obtenu un résultat positif encadré par deux résultats négatifs. Le pic de LH a eu lieu le
10 mars 2010 et n'a duré qu'un seul jour.
64
* Délai pic de LH- début des chaleurs :
Nous disposions de la date du début des chaleurs pour 13 des 20 pics de LH détectés. Voici cidessous, la représentation du jour du pic de LH par rapport au début des chaleurs (Fig 24).
3,5
Nombre d'échantillons
3
2,5
2
1,5
1
0,5
0
5
6
7
8
9
10
11
12
Nombre de jours de chaleurs au moment du pic de LH
Fig 24: Relation entre le début des chaleurs et le jour du pic de LH
Le pic de LH survient en moyenne 8,6 ± 2,0 jours après le début des chaleurs.
Lorsque l'ovulation a été confirmée par les dosages de progestéronémie effectués au Cerrec, nous
avons calculé le nombre de jours qui séparent le début des chaleurs et le jour de l'ovulation (Fig 25).
L'ovulation a lieu 11,8 ± 1,8 jours après le début des chaleurs.
65
7
Nombre d'échantillons
6
5
4
3
2
1
0
8
9
10
11
12
13
14
15
Nombre de jours de chaleurs au moment de l'ovulation
Fig 25: Relation entre le jour de l'ovulation et le début des chaleurs.
2.2.2 Pics de LH non détectés
Dans cette étude, le pic de LH n'a pas été détecté pour 23 des 43 cycles étudiés.
* Analyse par rapport au premier critère de sélection, « le jour d'ovulation »:
Nous avons pu déterminer avec précision le jour d'ovulation pour 18 de ces 23 cycles.
En moyenne, nous avons testé 1,9 ± 0,9 échantillon par cycle étudié en utilisant ce critère de
sélection. Voici ci-dessous la répartition des échantillons testés en fonction du critère de sélection
« jour d'ovulation » (Fig 26).
66
16
Nombre d'échantillons testés
14
12
10
8
6
4
2
0
1
2
3
4
5
Nombre de jours avant ovulation
Fig 26: Répartition du nombre d'échantillons testés en fonction du nombre de jours avant ovulation
Nous remarquons ici encore que la majorité des échantillons à notre disposition date de 1 à 2 jours
avant ovulation.
* Analyse par rapport au deuxième critère de sélection, « la date de mise-bas »:
Sur les 23 cycles pour lesquels nous n'avons pas détecté de pic de LH, nous disposions de la date de
mise-bas pour 12 cycles. Comme nous l'avons vu précédemment, les 11 cycles pour lesquels nous
ne disposions pas de la date de mise bas correspondent soit à des chiennes vides soit à des chiennes
qui ont été ovariectomisées après fécondation en raison de leur participation à un protocole
expérimental suite à leur réforme.
Ce critère de sélection nous a permis de tester en moyenne 1,9 ± 1,2 échantillon par cycle.
La figure 27 représente le nombre d'échantillons testés en fonction de ce critère de sélection.
67
8
Nombre d'chantillons testés
7
6
5
4
3
2
1
0
63
64
65
66
67
Nombre de jours avant la mise bas
Fig 27: Répartition du nombre d'échantillons testés en fonction du nombre de jours avant la date de
mise-bas
Afin de déterminer pourquoi nous n'avons pas détecté un pic de LH pour chaque cycle étudié, nous
avons voulu comparer si les moyennes du nombre d'échantillons testés, pour un même critère, selon
que l'on ait détecté ou non le pic de LH, étaient significativement différentes.
* Comparaison du nombre moyen d'échantillons testés par cycle pour le critère de sélection
« ovulation » :
Afin de comparer les moyennes du nombre d'échantillons testés en fonction du critère de sélection
« ovulation », nous avons effectué un test d'homogénéité sur séries indépendantes.
68
Avant tout, il était nécessaire de visualiser les distributions pour juger de leur normalité. Voici ci
dessous, une représentation des valeurs par des diagrammes en boite (Fig 28).
4,5
4
3,5
3
2,5
2
1,5
1
0,5
0
pic
non pic
Fig 28 : Représentation de la distribution du nombre d'échantillons testés pour le critère de
sélection « ovulation » suivant que l'on ait détecté ou non le pic de LH.
Pour l'échantillon pour lequel les pics de LH n'ont pas été détectés, la distribution ne suit pas une loi
normale. Un test non paramétrique de la somme des rangs de Mann-Whitney-Wilcoxon a été
effectué.
Pour comparer deux moyennes observées m1 et m2 sur deux échantillons indépendants de taille n 1 et
n2 (n1<n2) sans supposer les distributions normales, on classe globalement l'ensemble des
observations par ordre croissant et on leur affecte un rang de 1 à n 1 + n2. Si deux ou plusieurs
observations ont la même valeur, on leur affecte à chacune le même rang, calculé comme la
moyenne des rangs qu'elles auraient eu si elles n'avaient pas eu exactement la même valeur.
Voici le classement des valeurs obtenues. Le chiffre entre parenthèses correspond au rang qui leur
est affecté :
1 (5), 1 (5), 1 (5),1 (5),1 (5), 1 (5), 1 (5), 1 (5),1 (5), 2 (17,5), 2 (17,5), 2 (17,5), 2 (17,5), 2 (17,5), 2
(17,5), 2 (17,5), 2 (17,5), 2 (17,5), 2 (17,5), 2 (17,5), 2 (17,5), 2 (17,5), 2 (17,5), 2 (17,5), 2 (17,5), 3
(29), 3 (29), 3 (29), 3 (29), 3 (29), 3 (29), 3 (29), 4 (33,5), 4 (33,5)
Les valeurs soulignées correspondent aux valeurs de l'échantillon 1.
On calcule ensuite la somme des rangs des observations de chaque groupe, T :
T1 = 5*3+17,5*7+29*3+33,5 = 257,5
T2 = 5*6+17,5*9+29*4+33,5 = 337
Puis on calcule w = n1n2 + (n1(n1+1)/2) – T1 = 132,5
69
Comme n1 et n2 sont supérieurs à 10 et 15 respectivement, on calcule u :
u = (w-n1n2/2)/√(n1n2(n1+n2+1)/12) = -0,56
On estime ensuite la valeur de p correspondante, à partir de la table de la loi normale N(0,1).
Ici p > 0.1.
Donc il n'y a donc pas de différence significative entre les deux moyennes du nombre d'échantillons
testés par cycle en prenant comme critère de sélection le jour de l'ovulation.
* Comparaison du nombre moyen d'échantillons testés par cycle pour le critère de sélection
« mise-bas » :
Afin de comparer les moyennes du nombre d'échantillons testés en fonction du critère « mise-bas »,
nous avons effectué un test d'homogénéité sur séries indépendantes. Comme dans le cas précédent,
il était nécessaire de visualiser les distributions pour juger de leur normalité. Voici ci dessous, une
représentation des valeurs par des diagrammes en boîte (Fig 29).
4,5
4
3,5
3
2,5
2
1,5
1
0,5
0
pic
non pic
Fig 29 : Représentation de la distribution du nombre d'échantillons testés par cycle étudié pour le
critère de sélection « mise-bas » suivant que l'on ait détecté ou non le pic de LH.
L'échantillon qui correspond aux pics de LH non détectés, ne suit pas une loi normale.
Un test non paramétrique de la somme des rangs de Mann-Whitney-Wilcoxon a été effectué.
Pour comparer deux moyennes observées m1 et m2 sur deux échantillons indépendants de taille n 1 et
n2 (n1<n2) sans supposer les distributions normales, on classe globalement l'ensemble des
70
observations par ordre croissant et on leur affecte un rang de 1 à n 1 + n2. Si deux ou plusieurs
observations ont la même valeur, on leur affecte à chacune le même rang, calculé comme la
moyenne des rangs qu'elles auraient eu si elles n'avaient pas eu exactement la même valeur.
Voici le classement des valeurs obtenues. Le chiffre entre parenthèses correspond au rang qui leur
est affecté :
1 (4), 1 (4), 1 (4), 1 (4), 1 (4), 1 (4), 1 (4), 2 (11), 2 (11), 2 (11), 2 (11), 2 (11), 2 (11), 2 (11),
3 (16,5), 3 (16,5), 3 (16,5), 4 (20), 4 (20), 4 (20)
Les valeurs soulignées correspondent aux valeurs de l'échantillon 1 (pic détecté).
Ensuite la somme des rangs des observations de chaque groupe, T, est calculée :
T1= 4*5 + 11*1 + 16,5*2 + 20*1 = 84
T2 = 4*2 +11*6 + 16,5*1 + 20*2 = 130,5
Puis on calcule w :
w = n1n2 + (n1(n1+1)/2) – T1 = 74
Comme n1 < 10 et n2 <15, on estime l'ordre de grandeur de p à partir de la table du test de la somme
des rangs de Wilcoxon-Mann-Whitney : ici p > 0,05.
Donc il n'y a pas de différence significative entre les deux moyennes du nombre d'échantillons
testés par cycle en prenant comme critère de sélection le jour de mise-bas.
2.2.3. Données annexes : corrélation entre la taille des portées et le moment de l'IA
ou de la saillie
Comme nous l'avons vu dans le protocole d'expérimentation, les inséminations artificielles ou les
saillies étaient réalisées 2 et 4 jours après la date d'ovulation jusqu'en octobre 2010 puis 1 et 3 jours
après la date d'ovulation après cette date. Le jour de l'ovulation était déterminé comme le jour où la
progestéronémie, dosée par un laboratoire extérieur au Cesecah, atteignait 10 ng/mL, en utilisant
une méthode par chimiluminescence.
Nous avons analysé à quel moment était réellement inséminées ou saillies les chiennes en prenant
comme jour d'ovulation, le jour déterminé par le Cesecah (Fig 30).
71
Nombre de cycles
16
14
12
10
8
6
4
2
0
1
1 et 2
1 et 3
1 et 4
2
2 et 3
2 et 4
3 et 4
3 et 5
jour de la fécondation après ovulation
Fig 30 : Nombre de cycles étudiés en fonction du moment de la fécondation après ovulation
Nous pouvons observé sur cette figure, qu'une chienne sur 3 a été inséminée ou saillie 2 et 4 jours
après le jour d'ovulation comme le prévoyait le protocole. Une proportion importante de ces
chiennes est également mise à la reproduction 1 et 3 jours après ovulation et, 2 et 3 jours après
ovulation.
Cependant 47 % des chiennes ont été fécondées à un moment autre que celui prévu par le protocole
initial.
Nous avons ensuite voulu voir s'il existait une différence entre le nombre moyen de chiots nés par
portée, suivant le moment auquel la chienne a été saillie ou inséminée (Fig 31).
Nombre moyen de chiots
12
10
8
6
4
2
0
1
1 et 2 1 et 3
1 et 4
2
2 et 3
2 et 4
3 et 4
3 et 5
Jours de la fécondation après ovulation
Fig 31 : Nombre moyen de chiots par portée en fonction du moment de mise à la reproduction
après ovulation
Nous avons vu précédemment que la taille moyenne des portées pour les 43 cycles étudiés était de 7
± 2,4 chiots. Nous pouvons remarquer que les trois intervalles se situant en dessous de cette
moyenne correspondent à des saillies ou des inséminations réalisées 1 et 2, 2 et 4 ou 3 et 5 jours
après ovulation.
72
3. Discussion
3.1. Pics de LH détectés
3.1.1. Délai pic de LH- jour d'ovulation
Dans notre étude, le pic de LH survient 2,6 ± 0,6 jours avant le jour d'ovulation, celui-ci étant
déterminé par des dosages de progestéronémie effectués au Cerrec.
La totalité des pics de LH détectés surviennent entre 2 et 4 jours avant l'ovulation. Il est intéressant
de noter que malgré la sélection des échantillons 1 jour et 5 jours avant ovulation, aucun pic n'a été
détecté au delà de l'intervalle 2-4 jours avant ovulation.
Ces résultats sont en accord avec la bibliographie qui rapporte un délai entre le pic de LH et le jour
d'ovulation de 48 heures (Concannon 1989, England 2002, Phemister 1973).
Wildt (1978) rapporte que l'ovulation peut avoir lieu entre 24 et 96h soit entre 1 et 4 jours après le
pic de LH. Ceci se rapproche de nos résultats, excepté le fait que nous n'ayons aucun pic détecté la
veille de l'ovulation.
Nous avons obtenus 50% de pics de LH 2 jours avant le jour de l'ovulation, 43% 3 jours avant et 7
% 4 jours avant. Il est important de remarquer que nous ne disposions pas du même nombre
d'échantillons à 2 jours, 3 jours et 4 jours avant l'ovulation. En effet, nous avions 33% des
échantillons testés à 2 jours, 20% à 3 jours et 10% à 4 jours avant ovulation. Il faut alors se
demander si nous aurions obtenus les mêmes résultats en ayant eu le même nombre d'échantillons à
2, 3 et 4 jours avant l'ovulation.
Nous avons obtenus ces données en travaillant à partir du jour d'ovulation, déterminé par dosage de
progestéronémie au Cerrec. Nous avons voulu voir si en utilisant le jour d'ovulation déterminé par
le Cesecah, nous obtenions des valeurs différentes. Dans 45% des cas, la date d'ovulation coïncidait
que le dosage soit effectué au Cerrec ou au Cesecah. Pour 30% des cycles étudiés la date
d'ovulation déterminée par le Cescah, précédait ou succédait d'un jour la date d'ovulation
déterminée par le Cerrec.
Les 25% des cycles restants correspondaient à des cycles où nous n'avons pas pu déterminer
l'ovulation au Cerrec car nous n'avons pas eu les échantillons nécessaires.
En utilisant les dates d'ovulation déterminées par le Cesecah, nous avons obtenu un pic de LH qui a
lieu 2,6 ± 0,7 jours avant ovulation.
Il n'y a donc pas de différence sur le moment de survenue du pic de LH que l'on utilise la date
d'ovulation déterminée par l'un ou l'autre des laboratoires.
3.1.2. Délai pic de LH- jour de mise-bas
Dans notre étude, le pic de LH a lieu 63,7 ± 1,4 jours avant la date de mise-bas.
Concannon (1989) et Kützler (2003) rapportent que l'ovulation a lieu 65 ± 1 jours avant la date de
mise-bas. Nos résultats se rapprochent de ceux-ci, avec tout de même une détection du pic de LH
dans notre étude un jour plus tôt en moyenne.
73
Kützler (2003) calcule le pourcentage de détection des pics de LH en prenant différents intervalles
avant la mise-bas. Voici ci-dessous, une comparaison avec les résultats obtenus dans notre étude
(Tableau VI).
Tableau VI : Comparaison du pourcentage de pics de LH détectés en fonction de l'intervalle de
jours avant la mise bas, entre notre étude et celle de Kützler (2003).
Intervalle avant la mise-bas
(en jours)
Pourcentage de pics de LH
détectés
(Kützler)
Pourcentage de pics de
LH détectés
(notre étude)
65 ± 1
67
64
65 ± 2
90
79
65 ± 3
100
93
Les résultats de notre étude sont en accord avec ceux obtenus dans celle de Kützler. Nous
n'atteignons pas les 100% pour l'intervalle 65 ± 3 jours car nous avons détecté un pic de LH 61
jours avant la mise-bas. Cette durée avant la mise-bas ne faisait pas partie de notre de sélection qui
se limitait à 65 ± 2 jours avant la mise-bas, or en croisant nos deux critères de sélection, nous avons
pu détecter un pic de LH 61 jours avant la mise-bas et deux pics de LH 62 jours avant la mise-bas.
D'après les résultats de la bibliographie, le pic de LH a lieu 65 ± 1 jours avant la date de mise-bas.
Donc le moment le plus opportun pour détecter le pic de LH se situe en moyenne 65 jours avant la
mise-bas. Or dans notre étude, nous disposions de seulement 19% des échantillons à cette date. La
valeur pour laquelle nous avions le plus d'échantillons étant 63 jours avant la mise-bas, soit 29% du
nombre d'échantillons total. Ainsi on peut se demander si nous aurions eu les mêmes résultats en
ayant le même nombre d'échantillons disponibles dans l'intervalle de sélection que nous avions
choisi.
3.1.3. Valeur de progestéronémie au moment du pic de LH
Le jour du pic de LH, la valeur de la progestéronémie, dosée par chimiluminescence au Cesecah est
de 6,4 ± 3,6 nmol/L alors qu'elle est de 5,8 ± 2,6 nmol/L, dosée par chimiluminescence au Cerrec.
D'après le test de comparaison de moyennes effectué, il n'y a pas de différence significative entre
ces deux valeurs.
Nous pouvons comparer nos résultats à ceux présentés dans la bibliographie (Tableau VII).
74
Tableau VII : Valeurs de progestéronémie au moment du pic de LH selon différents auteurs
Noms des auteurs
Progestéronémie
(ng/mL)
Progestéronémie
(nmol/L)
Concannon 2001 et Nishiyama 1999
Concannon 1977
Kützler 2003
Guérin 1997
Wright 1990, 1991
1,21 ± 0,92
1,6 ± 0,2
2,02 ± 0,8
2,95 ± 1,2
2 à 4,8
3,85
5,1
6,42
9,38
6,4 à 15,3
Fontbonne 2008
Hewitt 2000
2,2 à 2,58
2à4
6,9 à 8,2
6,4 à 12,7
Nos résultats sont en accord avec ceux de Concannon (1977) et Kützler (2003), qui rapportent des
valeurs moyennes de progestéronémie de 5,1 et 6,42 nmol/L au moment du pic de LH. Toutefois
nos écarts-types sont beaucoup plus importants que ceux obtenus dans leurs études, ce qui traduit un
manque de fiabilité de cette méthode d'estimation du moment d'arrivée du pic de LH.
Tous les auteurs cités ci-dessus dans le tableau VII, estiment que mesurer la progestéronémie pour
estimer le pic de LH est une méthode fiable pour déterminer le moment de l'ovulation. En effet, les
écarts-types mesurés dans leurs études respectives donnent des résultats précis.
En revanche, certains auteurs comme Renton (1992) et Hayer (1993), rapportent que cette méthode
n'est pas fiable pour déterminer avec précision l'ovulation. Donc du point de vue de la précision de
la méthode, nous nous rapprochons plus de ce que conclut ces deux auteurs.
3.1.4. Délai pic de LH- début des chaleurs
Nous avons calculé que le pic de LH survient 8,6 ± 2,0 jours après le début des chaleurs. England
(1989) rapporte que le pic de LH survient en moyenne 11 jours après le début des chaleurs. Ce
résultat ne concorde pas précisément avec le nôtre mais ceci peut être dû à la large dispersion des
résultats obtenus. En effet, dans notre étude, le pic de LH peut avoir lieu aussi tôt que 5 jours après
le début des chaleurs qu'aussi tard que 12 jours après le début des chaleurs. Pour England (1989), le
pic de LH a lieu entre 8 et 20 jours après le début des chaleurs.
Ainsi cette méthode d'approximation du moment de survenue du pic de LH est une méthode bien
trop aléatoire pour déterminer le moment de l'ovulation.
75
3.1.5. Délai jour d'ovulation- début des chaleurs
D'après le jour d'ovulation, estimé en dosant la progestéronémie au Cerrec, nous avons calculé que
l'ovulation avait lieu 11,8 ± 1,8 jours après le début des chaleurs.
Badinand (1993) et Van Haaften (1989) rapportent que les chiennes ovulent en moyenne le 12 ème
jour des chaleurs, ce qui est tout à fait concordant avec les résultats que nous avons obtenus.
Toutefois, ils insistent sur le fait que cet intervalle varie beaucoup d'un cycle à l'autre et qu'il est trop
incertain de se fier à cette méthode d'estimation du jour d'ovulation.
Nos résultats rapportent une ovulation qui peut avoir lieu entre 8 et 15 jours après le début des
chaleurs.
England (2002) rapporte que l'ovulation peut avoir lieu aussi tôt que le 5 ème jour après le début des
chaleurs, et aussi tard que le 30ème jour après le début des chaleurs.
Ces résultats confirment le fait que l'estimation du jour de l'ovulation, en comptant le nombre de
jours depuis le début des chaleurs, est une mauvaise méthode d'estimation du jour de l'ovulation, car
cela varie trop d'un cycle à l'autre.
3.2. Données annexes
3.2.1 Durée de gestation apparente
La durée de gestation apparente représente l'intervalle de temps qui sépare le jour de la saillie ou de
l'insémination artificielle, et le jour de la mise bas.
Dans notre étude, la durée de gestation apparente est de 59,7 ± 1,5 jours. Cette durée s'étale de 56 à
62 jours suivant les cycles étudiés.
Dans notre étude, les chiennes étaient soit inséminées, en semence fraîche ou congelée, soit saillies
de façon naturelle. Dans les trois cas de figure, la date de saillie ou d'insémination était déterminée
par rapport au jour d'ovulation estimé par le dosage de la progestéronémie effectué au Cesecah.
Donc l'intervalle de la durée de gestation apparente calculé dans notre étude est difficilement
comparable aux données extraites de la bibliographie qui calculent une durée de gestation apparente
en ne ciblant pas au préalable l'ovulation.
Kützler (2003) rapporte une durée de gestation apparente allant de 58 à 69 jours et Concannon
(1989) calcule une durée de gestation apparente moyenne de 64 jours avec des valeurs allant de 56 à
68 jours.
3.2.2. Taille des portées en fonction du moment de l'IA ou de la saillie
Nous avons vu que le moment de la saillie ou de l'insémination artificielle était prévu dans le
protocole par le Cesecah à 2 et 4 jours après ovulation ou à 1 et 3 jours après ovulation, mais en
pratique il a été difficile de respecter ces délais. Seulement 1 chienne sur 3 a été mise à la
reproduction à 2 et 4 jours après ovulation et 16 % des chiennes à 1 et 3 jours après ovulation.
Près de la moitié des chiennes ont été saillies ou inséminées à un moment autre que celui prévu.
76
Toutefois, toutes les chiennes ont été mise à la reproduction dans une période comprise entre 1 et 5
jours après la date d'ovulation estimée. Badinand (1993) décrit une période fertile allant de 3,5 à 7,5
jours après le pic de LH, soit environ 1,5 à 5,5 jours après ovulation. Ces données sont en accord
avec nos résultats et donc dans tous les cas étudiés, cela correspond à leur période fertile.
Ainsi pour les chiennes saillies ou inséminées en semence fraîche, la durée de survie des
spermatozoïdes permet une fécondation. En revanche pour les inséminations en semence congelée,
il est nécessaire de cibler la période féconde qui s'étale de 2 à 4 jours après ovulation et qui
correspond à la durée de survie de l'ovocyte mature. Dans notre étude, les cas où nous nous
trouvions en dehors de l'intervalle de la période féconde, c'est à dire entre 2 et 4 jours après
ovulation, correspondent tous à des saillies naturelles ou des inséminations artificielles en semence
fraîche. Pour ces cas, il est alors suffisant de cibler la période fertile et non la période féconde, étant
donné la durée de survie des spermatozoïdes.
Nous avons ensuite voulu voir si l'on pouvait détecter une différence dans la taille moyenne des
portées en fonction du moment auquel les chiennes ont été saillies ou inséminées.
La taille moyenne des portées dans notre étude est de 7 ± 2,4 chiots. Nous avons pu observer que
les cycles se trouvant en dessous de cette moyenne, correspondent à des saillies ou des IA ayant été
effectuées à 1 et 2 jours, 2 et 4 jours ou 3 et 4 jours après ovulation.
Il est difficile d'en tirer des conclusions car beaucoup de facteurs peuvent entrer en compte dans la
taille moyenne de la portée. Tout d'abord, le choix du moment de l'insémination ou de la saillie est
très important pour cibler au maximum le moment optimal de fécondation. Mais il aurait été
également intéressant de pouvoir évaluer la qualité de la semence des différents étalons utilisés.
Enfin les inséminations n'ont pas toujours été réalisées par le même manipulateur ce qui peut
également faire varier ce paramètre.
Donc pour étudier l'influence de ce paramètre sur la taille moyenne des portées, il aurait fallu
réalisées des inséminations à un nombre de jours précis après ovulation, avec le même manipulateur
et en ayant au préalable analysé la qualité de la semence de l'étalon.
Farstad (1989) et Linde-Forsberg (1989) rapporte qu'on augmente le taux de fertilité en réalisant
plusieurs inséminations ou saillies à 1 ou 2 jours près.
Dans tous les cas de figures décris dans notre étude, deux saillies ou deux inséminations ont été
réalisées, sauf dans deux cas où seule une saillie ou une insémination a été réalisée 1 jour après
ovulation.
3.2.3. Cas particulier : Clecy
Dans notre étude, nous avons pu travaillé sur trois de ses cycles sexuels, en décembre 2009, mai
2010 et novembre 2010. Pour ces trois cycles, malgré une ovulation détectée par le Cesecah à
chaque cycle et des inséminations, en semence fraîche ou congelée, effectuées pendant sa période
fertile, Clecy est restée vide.
De notre côté les échantillons que nous avons sélectionné grâce à nos critères de sélection n'ont pas
permis de mettre en évidence de pic de LH.
A l'occasion des chaleurs suivantes de Clecy en avril 2011, des analyses ont été effectuées.
Le 05 Avril 2011, une bactériologie sur écouvillon vaginal a été réalisée et a permis de mettre en
évidence la présence de Staphylocoques coagulases positifs. Clecy a alors été mise sous
amoxicilline et acide clavulanique pendant trois semaines.
77
Plus tard, la bactériologie a également révélé la présence de mycoplasmes, ainsi Clecy a reçu en
plus 25 mg/kg de josamycine deux fois par jour pendant trois semaines.
Le 12 et le 14 avril 2011, deux inséminations artificielles ont été réalisées, suite à la détermination
du jour d'ovulation.
Et enfin, le 17 juin 2011, Clecy a mis bas une portée de douze chiots.
Il nous semblait intéressant d'évoquer ce cas particulier dans notre étude car les dernières analyses
effectuées nous ont permis de comprendre pourquoi la fécondation n'avait pas eu lieu pendant les
cycles compris dans notre étude.
3.3. Limites de l'étude
3.3.1. Nombre total de pics de LH détectés
Dans notre étude, nous avons pu détecter 20 pics de LH sur les 43 cycles étudiés, soit 47%.
Ce pourcentage de détection paraît faible et donc peu fiable pour détecter de façon certaine le jour
de l'ovulation.
* Critère de sélection « ovulation » :
Nous avons vu précédemment que tous les pics de LH détectés se situaient entre 2 et 4 jours avant
le jour d'ovulation. Or nous avons pu remarquer qu'on ne disposait que de très peu d'échantillons
datant de plus de 2 jours avant ovulation. En effet, la majorité des échantillons disponibles (soit 54
%) se situaient 1 ou 2 jours avant ovulation.
De plus, si on s'intéresse à chaque cycle pour lequel le pic de LH n'a pas été détecté, on remarque
qu'il manquait toujours au moins un jour où l'on ne disposait pas d'échantillon entre 2 et 4 jours
avant le jour de l'ovulation. Donc il est très probable que le pic de LH soit bien présent dans
l'intervalle 2-4 jours avant ovulation, mais que l'on ait pas pu le mettre en évidence car on ne
disposait pas d'échantillons quotidiens.
Il est fort probable que le nombre de pics de LH détectés ait été beaucoup plus important si l'on
avait eu à notre disposition des échantillons quotidiens dans la période susceptible de contenir le pic
de LH c'est à dire entre 2 et 4 jours avant l'ovulation.
D'après Guérin (1997), il est aisé de détecter le pic de LH en réalisant des prises de sang une fois
par jour et en effectuant un dosage semi-quantitatif de LH par une méthode ELISA (Reprokit,
Sanofi). Dans son étude, il a pu détecter tous les pics de LH sur les dix cycles étudiés.
Cette méthode de mesure est très proche de celle utilisée dans notre étude.
Il semble donc qu'en ayant eu à notre disposition des échantillons quotidiens, nous aurions peut être
pu détecter l'ensemble des pics de LH.
Toutefois, d'après Fontbonne (2008), même en réalisant des prises de sang deux à trois fois par jour,
et en réalisant un dosage quantitatif de LH par RIA, la détection des pics de LH ne dépasse pas 73,6
% (39/53 chiennes).
Il considère donc cette technique comme trop peu fiable pour déterminer avec précision le moment
de l'ovulation.
78
Suivant les études, les avis divergent. La plupart des auteurs s'accordent à dire que le jour du pic de
LH représente un jour de référence pour dater le jour de l'ovulation, mais beaucoup d'entre eux
considèrent la mesure des valeurs de LH comme une méthode trop fastidieuse et trop peu fiable.
* Critère de sélection « mise-bas :
Tous les pics de LH détectés grâce à ce critère de sélection se situaient entre 61 et 66 jours avant la
date de mise-bas. Nous avons rencontré les mêmes problèmes que pour le premier critère de
sélection, c'est à dire que nous ne disposions pas d'échantillons quotidiens dans l'intervalle que nous
avons voulu testé.
* Nombre d'échantillons testés par cycle :
Nous avons voulu comparer si le nombre moyen d'échantillons testés, pour un même critère de
sélection, selon que l'on ait détecté ou non le pic de LH était significativement différent. D'après nos
analyses statistiques, il n'y a pas de différence significative.
Ceci nous amène donc à penser que le fait que nous n'ayons pas détecté le pic de LH pour certains
cycles ne vient pas du fait que nous ayons moins testé d'échantillons mais plutôt que nous n'ayons
pas pu testé les échantillons quotidiennement dans les intervalles de sélection choisi.
3.3.2. Durée des pics de LH détectés
Dans cette étude, nous n'avons pas pu conclure sur la durée du pic de LH car nous ne disposions pas
d'échantillons quotidiens. Seule l'étude d'un cycle nous a permis de dire que le pic de LH n'avait
duré qu'un seul jour (cas d'Uganda).
Ces quelques points négatifs de l'étude permettent de montrer l'importance de réaliser un test de
dosage de LH quotidiennement à partir des premiers jours de chaleurs pour ne pas manquer le jour
d'apparition du pic de LH (cf § 3.3.3.).
3.4. Avantages
Le premier avantage de l'étude est que nous disposions régulièrement d'échantillons en provenance
du Cesecah, que nous pouvions stockés au congélateur en attendant de réaliser tous nos dosages de
LH.
Ceci nous a également permis de pouvoir attendre de connaître la date de mise-bas pour chaque
chienne et donc de pouvoir sélectionner nos échantillons à partir de cette date. Enfin nous avons
gagné du temps car nous avons pu effectuer tous nos dosages en séries sans se préoccuper de la date
à laquelle le prélèvement a été effectué.
Le Cesecah nous envoyait aussi régulièrement toutes les données dont il disposait pour chaque
chienne. Ceci nous a permis d'analyser des paramètres annexes à notre étude.
79
Dans notre étude nous avons testé des échantillons pour détecter le pic de LH, de façon
rétrospective, en utilisant la date d'ovulation déterminée par dosage de progestéronémie et en
utilisant la date de mise-bas. Ceci nous a permis de montrer que le pic de LH survenait entre 2 et 4
jours avant l'ovulation et 63, 7 +/-1,4 jours avant la mise bas. Nous allons maintenant décrire
comment utiliser les test de dosage de LH sans connaître la date d'ovulation.
3.5.Comment utiliser les kits de dosages Witness LH en pratique ?
Tout d'abord, il est recommandé de commencer les tests de dosages LH le 4ème ou le 5ème jour des
chaleurs, et/ou quand l'indice éosinophilique du frottis vaginal atteint 50%. Le jour du premier test
de dosage de LH, il est conseillé de mesurer le taux de progestéronémie pour vérifier que celui-ci
est bien à son niveau basal, c'est à dire inférieur à 1 ng/mL.
Si les tests de dosages de LH sont effectués après le 4ème ou le 5ème jour des chaleurs, il est possible
que le pic de LH ait déjà eu lieu et il est alors impossible d'identifier le jour du pic de LH
rétrospectivement. C'est pour cette raison qu'il est conseillé de vérifier que le taux de progestérone
est inférieur à 1 ng/mL pour être sûr que le pic de LH n'ait pas déjà eu lieu.
Il est important d'effectuer un test quotidiennement, à une heure fixe de la journée, car nous avons
vu que la durée du pic de LH peut s'étaler sur seulement 24 heures.
Ensuite, une fois le pic de LH détecté, il est recommandé d'effectuer un dosage de la
progestéronémie qui doit atteindre un taux supérieur à 2 ng/mL dans les trois jours qui suivent le
jour de détection du pic de LH. Dans le cas où la progestéronémie n'atteindrait pas ce seuil, cela
signifierait que la montée de LH détectée correspondrait à une fluctuation des valeurs de LH qui
mimeraient un réel pic de LH. Il faudrait donc continuer d'effectuer un test LH quotidiennement
jusqu'à obtenir la confirmation que le pic de LH détecté correspond bien au réel pic pré-ovulatoire.
Dans notre étude, le pic de LH survient en moyenne 8,6 jours après le début des chaleurs. Ainsi en
effectuant un test par jour à partir du 4 ème jour des chaleurs, on utilise en moyenne 6 plaquettes de
dosage. La boite de 6 tests Witness LH est vendue en moyenne 125,58 euros, d'après les tarifs
conseillés au vétérinaires praticiens par une centrale d'achat.
Il faut également utiliser un test de dosage de progestéronémie le jour où on débute les dosages de
LH et au maximum trois tests les jours suivants la détection du pic de LH.
80
CONCLUSION PARTIE EXPERIMENTALE
Dans notre étude expérimentale, nous avons détecté 20 pics de LH sur les 43 cycles étudiés, soit
47%. Nous avons conclu qu'il n'y a pas de différence significative entre le nombre moyen
d'échantillons testés pour les cycles étudiés selon que l'on ait ou non détecté un pic de LH. Ainsi il
apparaît que la non détection de tous les pics de LH serait due au fait que nous n'ayons pas eu la
possibilité de tester les échantillons quotidiennement dans les intervalles de sélection choisis. Pour
les mêmes raisons, la durée du pic de LH n'a pas pu être déterminée dans notre étude.
Pour les pics de LH que nous avons détectés, le jour d'ovulation a lieu 2,6 ± 0,6 jours après le pic de
LH et la mise bas a lieu 63,7 ± 1,4 jours après le pic de LH.
Ces résultats sont cohérents avec la littérature qui rapportent une ovulation qui a lieu le plus souvent
48 heures après le pic de LH et une mise bas 65 ± 1 jours après le pic de LH.
Les valeurs de progestéronémie au moment du pic de LH sont de 6,4 ± 3,6 nmol/L pour les dosages
effectués au Cesecah et de 5,8 ± 2,6 nmol/L pour ceux effectués au Cerrec. Ces valeurs sont en
accord avec celles de Kützler (2003) et Concannon (1977) mais on peut noter leur manque de
précision en observant les écarts types. Il apparaît donc risquer de se fier à la progestéronémie au
moment du pic de LH pour déterminer l'ovulation.
Le pic de LH a lieu 8,6 ± 2 jours après le début des chaleurs, il peut avoir lieu aussi tôt que 5 jours
après le début des chaleurs que 12 jours après. Cela confirme que l'utilisation de ce critère pour
déterminer le jour de l'ovulation est trop peu fiable.
Cette étude expérimentale nous a fourni des résultats cohérents qui concordent avec la
bibliographie.
Ce kit de dosage semi quantitatif de LH paraît donc être un moyen intéressant de détection de
l'ovulation s'il est utilisé quotidiennement à partir du 4 ème jour de chaleurs et si la valeur de
progestéronémie est vérifiée au début et à la fin du protocole.
81
82
83
84
ANNEXE
85
Poids
kg
33
31
30
30
31
29
Animal
CLECY
TARA
DELFI
UKRAINE
TAIGA
AIKA
07/12/09
09/12/09 *
10/12/09
11/12/09
14/05/10 *
17/05/10 *
18/05/10
19/05/10
06/11/10 *
08/11/10
10/11/10
04/12/09 *
07/12/09
08/12/09
26/08/10
27/08/10
02/12/09 *
04/12/09 *
05/12/09
06/12/09
07/12/09
13/12/10 *
14/12/10
15/12/10
16/12/10
11/12/09 *
14/12/09 *
16/12/09
23/08/10 *
25/08/10 *
26/08/10
27/08/10
07/01/10 *
08/01/10 *
09/01/10
11/01/10
11/01/10
12/01/10 *
13/01/10 *
15/01/10 *
18/01/10
24/01/11 *
26/01/11 *
27/01/11
28/01/11
29/01/11
Dates
9,92
20,9
35,6
29,4
1,27
1,65
56
8,55
6,2
10,2
28,7
12,2
37,5
12,5
24,4
31,8
22
38,8
55,3
27,7
12,7
23,1
15,7
16,2
16,9
35,9
14,2
26,8
nmol/l
Pg CERREC
59,8
7,3
18,81
9,23
0,7
2,82
2,3
12,0
0,73
3,77
29,4
8,1
45,8
2,2
9,0
2,0
34,5
29,0
53,8
4,8
35,6
88,9
9,3
4,1
15,8
95,1
6,0
27,3
105,8
2,1
22,8
49,6
50,7
50,0
1,9
26,0
nmol/l
0,5
13,2
9,11
16,91
2,91
15,95
29,9
1,89
8,57
33,28
0,61
8,17
ng/ml
Pg CESECAH
29/01/11
18 au 21/01/10
11 et 13/01/09
28 et 30/08/10
16 et 18/12/09
17 et 19/12/10
07 et 09/12/09
27 et 28/08/10
10/12/09
10/11/10
20/05/10
12 et 14/12/09
date de saillie
saillie naturelle
saillie naturelle
saillie naturelle
fraiche
saillie naturelle
fraiche
fraiche
fraiche
saillie naturelle
fraiche
congelée
congelée
type de fécondation
28/01/11
18/01/2010(17)
09/01/10?(9)
27/08/10
15/12/09
15/12/2010(15)
05/12/09
27/08/2010(26)
08/12/2009?(11)
09/11/2010?
18/05/2010(18)
11/12/09
Date d'ovulation
15
15
?
?
?
12
14
?
11
12
11
jours de chaleurs
ovulation
31/03/11
19/03/10
protocole cerrec
protocole cerrec
14/02/10
14/02/11
05/02/10
protocole cerrec
06/02/10
vide
naissance
61
60
60
59
61
58
vide
vide
vide
6+1 dcd
8+1 dcd
8
4
5
6
vide
vide
vide
?
Durée de gestation Nombre de chiots jours de chaleurs
apparente
pic de LH
-
Ǿ
Ǿ
manquant
manquant
manquant
Ǿ
=
-
Ǿ
-
Ǿ
manquant
Ǿ
manquant
-
-
Ǿ
Ǿ
résultats
-4
-2
-1
-7
-6
-5
?
?
?
-4
-2
-1
-4
-1
-2
-1
-1
?
?
?
-4
-1
-4
-2
-1
Dosages LH
j avt ovulation
66j
64j
63j
66j
65j
64j
?
?
?
?
?
?
65
62
63
62
63
66
63
?
?
?
?
?
j avt mise-bas
29
33
32
30
28
35
30
32
28
28
ACADIE
DAKOTA
ULINE
ALVEA
UTOPIE
CRISPY
CIRCE
VOLTIGE
VIGNETTE
UGANDA
01/02/10 *
03/02/10
04/02/10
05/02/10
11/01/11 *
12/01/11 *
13/01/11 *
14/01/11
15/01/11
04/02/10 *
06/02/10
07/02/10
08/02/10
04/02/10 *
05/02/10
06/02/10
07/02/10
08/02/10
08/10/10 *
09/10/10
10/10/10
15/02/10
16/02/10
17/02/10
11/02/10 *
13/02/10
14/02/10
15/02/10
11/02/10 *
13/02/10
14/02/10
15/02/10
07/01/11 *
08/01/11 *
09/01/11
10/01/11
15/03/10 *
17/03/10
18/03/10
19/03/10
17/03/10 *
19/03/10 *
20/03/10
21/03/10
22/03/10
17/03/10 *
19/03/10 *
22/03/10
23/03/10
24/03/10
9/03/10 *
10/03/10 *
11/03/10 *
12/03/10
9,44
30,7
64,2
63
13,3
9,13
12,2
22,3
26,2
60,1
23,6
38,8
58,2
11,3
18
28,3
51,5
6,3
9,03
17,2
30,9
10,5
37,2
66,5
91,9
6,9
41,7
57,6
13,6
17,5
28,3
4,96
7,7
8,84
12,6
23,9
49,6
58,12
28,3
47,4
65,8
5,34
6,93
15,8
22,2
22,5
80,3
18,7
45,3
7,06
25,25
5,89
14,26
47,7
12,4
37,3
15
3,9
11,72
2,5
13,7
24,3
4,3
7,65
98,3
1,7
9,3
34,5
0,8
30,9
0,53
2,91
10,84
4,1
15,4
80,2
10,0
15,6
25,23
3,13
4,89
1,3
4,84
12,8
31,6
10,7
49,3
4,9
19,8
29,1
41,1
4,03
9,93
3,37
15,5
1,53
6,23
9,15
12,92
5,0
7,1
2,24
1,57
52,0
16,34
4,3
15 et 17/03/10
24 et 25/03/10
22 et 24/03/10
19 et 21/03/10
10 et 12/01/11
15-17/02/10
15/02/10
17 et 19/02/10
11 et 12/10/10
08-09/02/10
08-09-10/02/10
15 et 17/01/11
06-07-08/02/10
saillie naturelle
fraiche
saillie naturelle
fraiche
fraiche
saillie naturelle
fraiche
fraiche
fraiche
fraiche
saillie naturelle
saillie naturelle
fraiche
13/03/2010?
21/03/2010(22)
21/03/10
16/03/2010(17)
09/01/11
14/02/10
13/02/10
?
10/10/10
06/02/10
06/02/10
15 ?(13)
03/02/10
?
?
12
?
9
13
?
?
?
?
13
9
11
13/05/10
21/05/10
21/05/10
prot cerrec
13/04/10
14/04/10
20/04/10
protocole cerrec
08/04/10
07/04/10
16/03/11
04/04/10
59
58
60
vide
58
59
62
60
59
61
58
2
7
9+3dcd
9+1 dcd
6+03 dcd
6+01 dcd
10
4+3 dcd
4+1
11
?
?
8
7
10
?
5
=
-
Ǿ
+
=
Ǿ
Ǿ
-
=
-
=
Ǿ
-
=
-
Ǿ
manquant
manquant
manquant
=
Ǿ
manquant
?
?
?
-4
-2
-4
-2
-1
-1
-2
-1
-3
-1
-2
?
?
-2
-1
?
?
?
65j
64j
63j
65j
63j
65j
63j
62j
?
?
?
61j
60j
62j
64j
63j
?
?
64j
63j
62j
32
28
30
33
30
27
27
31
27
DELICE
DOLCE
DOLLY
CYBELLE
CALYPSO
ANNY BELL
VITTEL
UNAYA
VELVET
9/03/10 *
10/03/10
11/03/10
21/04/10 *
22/04/10 *
23/04/10
25/04/10
27/04/10 *
28/04/10 *
29/04/10
30/04/10
23/04/10 *
26/04/10
28/04/10
25/09/10 *
26/09/10 *
27/09/10
28/09/10
29/09/10
11/02/11 *
12/02/11
13/02/11
14/02/11
06/05/10
07/05/10
08/05/10
09/05/10
11/05/10
10/05/10 *
11/05/10
12/05/10
13/05/10
14/05/10
07/06/10
08/06/10
09/06/10
19/12/08
20/12/08
22/12/08
24/12/08
09/06/10
11/06/10 *
12/06/10 *
13/06/10
14/06/10
15/06/10
12/08/10 *
13/08/10 *
14/08/10
15/08/10
5,66
5,98
8,87
20,1
52,2
7,57
12,8
22,7
34
11,6
46,1
27,7
19,6
30
39,1
64,2
30,5
39,1
57,2
65,5
15,8
25,4
20,7
35
12,1
23,2
61,1
6,36
13,9
22,2
32,8
5,53
33,1
57,6
3,21
11,6
3,75
21,3
45,0
14,16
9,79
9,3
0,0
31,1
0,5
4,5
0,17
1,41
2,94
61,7
13,8
23,9
87,1
13,6
53,8
19,41
4,27
16,91
11,6
76,4
20,5
44,7
24,02
6,45
14,06
3,66
55,0
10,7
21,5
11,7
3,68
17,3
3,36
6,77
4,9
45,5
24,7
7,77
1,54
14,3
6,3
57,0
8,2
17,93
2,59
1,98
17,5
5,49
IA 16 et 17/08/10
15 et 17/06/10
22 et 24/12/08
10 et 11/06/10
14 et 15/05/10
09 et 11/05/10
14 et 16/02/11
30/09 et 01/10
28 et 29/04/10
01 au 04/05/10
25 et 27/04/10
12 et 14/03/10
congelée
?
fraiche
saillie naturelle
fraiche
fraiche
fraiche
congelée
fraiche
fraiche
fraiche
14/08/11
14/06/2010(13)
23/12/08
08/06/10
11/05/2011(12)
06/05/2011(7)
13/02/11
28/09/10
25/04/10
29/04/2010(30)
24/04/2010(23)
11/03/2010?(10)
10
?
?
?
10
8
11
11
10
10
?
10
14/10/10
15/08/10
20/02/09
protocole cerrec
12/07/10
vide
vide
vide
vide
28/06/10
vide
10/05/10
59
61
59
59
59
62
10
4
7
8
10+1 dcd
6+1 dcd
?
7
8
manquant
Ǿ
+
-
manquant
manquant
manquant
-
-
=
Ǿ
=
-
Ǿ
Ǿ
-
-2
-5
-3
-2
-1
-3
-2
-1
-3
-2
-1
-2
-2
-1
-3
-2
-1
?
63j
67
65j
64j
63j
?
?
?
?
?
?
?
62j
61j
?
?
?
62j
28
28
31
28
27
33
28
27
28
30
31
VICHY
ARIZONA
VIRBAC
VALKIRI
UKA
BRINDILLE
VOLVIC
UMI
TINA
ASIA
DANA
23/08/10 *
25/08/10
26/08/10
27/08/10
15/07/10 *
16/07/10 *
17/07/10
19/07/10
20/07/10
13/07/10 *
14/07/10 *
15/07/10
16/07/10
15/09/10 *
17/09/10 *
18/09/10
19/09/10
20/09/10
25/09/10 *
26/09/10 *
27/09/10 *
28/09/10 *
29/09/10
30/09/10
20/12/08 *
22/12/08
24/12/08
30/03/10 *
01/04/10 *
02/04/10
03/04/10
01/04/10
06/04/10 *
08/04/10
09/04/10
30/03/10 *
02/04/10 *
16/10/10 *
18/10/10 *
19/10/10 *
21/10/10
31/12/09
04/01/10 *
05/01/10 *
07/01/10
04/10/10 *
05/10/10 *
06/10/10
07/10/10
28/01/11 *
30/01/11 *
31/01/11
01/02/11
16
21,3
38,8
2,89
8,49
20,7
30,3
24
63
1,61
4,58
13,6
31,6
2,04
12
18,2
30,1
11
7,76
11,3
19,6
18
30,5
52,2
< 0,64
2,23
60,1
4,04
11,8
16,8
32,4
2,45
9,29
13,5
4,83
18
30,9
29,1
1,5
26,0
48,3
8,17
15,19
12,8
25,2
10,6
37,7
0,7
24,1
4,5
18,3
2,6
10,7
18,4
36,0
8,5
24,6
68,3
3,1
12,9
0,0
64,4
3,6
0,47
4,03
7,91
3,33
11,87
1,41
5,75
0,83
3,38
9,85
20,25
0,97
4,05
5,8
11,31
2,67
1,13
81,8
24,0
48,8
1,2
10,2
7,55
15,36
0,38
3,2
25,71
6,2
17,4
54,7
3,4
4,8
20,0
42,7
1,96
5,47
17,19
1,06
1,5
6,28
13,44
01 et 03/02/11
08 et 09/10/10
07 et 09/01/10
23 et 24/10/10
03 et 05/04/10
10 et 12/04/10
04 et 05/04/10
24 et 25/12/08
02 et 03/10/10
20 et 21/09/10
17 et 19/07/10
20 et 21/07/10
28 et 29/08/10
saillie naturelle
saillie naturelle
fraiche
?
saillie naturelle
fraiche
fraiche
fraiche
saillie naturelle
fraiche
fraiche
fraiche
fraiche
31/01/11
06/10/10
06/01/2010(5)
21/10/2010?
02/04/2010?
08/04/11
02/04/10
23/12/08 ?
30/09/2011?
18/09/2010(19)
15/07/2010(14)
18/07/2010?(17)
25/08/2010(26)
12
11
?
?
?
?
11
10
13
12
14
?
13
03/04/11
06/12/10
protocole cerrec
prot cerrec 9
03/06/10
protocole cerrec
01/06/10
22/02/09
01/12/10
20/11/10
17/09/10
15/09/10
24/10/10
61
59
61
58
60
61
61
62
57
56
8+1 dcd
8+1dcd
7
10+1 dcd
6
11
5
2
6+2 dcd
9
9
?
8
7
11
9
12
?
11
=
-
-
Ǿ
manquant
manquant
manquant
-
=
=
-
=
Ǿ
manquant
=
manquant
=
=
-
=
-
+
-3
-1
-2
-1
-2
-1
?
?
-2
-3
-1
?
?
?
?
?
?
-3
-1
-2
-1
?
?
-2
65j
63j
63j
62j
?
?
?
?
?
63
61j
64j
67
66j
65j
64j
63j
66j
65j
64j
63j
66j
64j
62j
61j
62j
90
BIBLIOGRAPHIE
1. ARBEITER K, DOBRETSBERGER M, MULLER E and HOLZMANN A. (1991)
About an indirect proof of ovulation and ovafertilization in dogs by continued controls
of plasma progesterone levels.
J. Vet. Med A., 38, 696-701.
2. ARBEITER K. (1993)
Anovulatory ovarian cycles in dogs.
J. Reprod.. Fert., Suppl 47, 453-456.
3. BADINAND F, FONTBONNE A, MAUREL MC, SILIART B.(1993)
Fertilization time in the bitch in relation to plasma concentration of oestradiol, progesterone
and LH and vaginal smears.
J. Reprod. Fertil., Suppl 47, 63-67.
4. BADINAND F, FONTBONNE A. (1993)
Repeatability of events during successive oestrous periods within bitches: comparison
between breeding results and clinical and hormonal data.
J. Reprod. Fertil., Suppl 47, 548.
5. BOUCHARD GF, SOLORZANO N, CONCANNON PW, YOUNGQUIST RS and
BIERSCHWAL CJ. (1991)
Determination of ovulation time in bitches based on teasing, vaginal cytology and Elisa for
progesterone.
Theriogenology, 35, 3, 603-611.
6. BOYD JS, RENTON JP, HARVEY MJA et al. (1993)
Problems associated with ultrasonography of the canine ovary around the time of
ovulation.
J. Reprod. Fertil., Suppl 47, 101-105.
7. CHAPWANYA A, CLEGG T, STAMLEY P, VAUGHAN L. (2008)
Comparison of the Immulite and RIA assay methods for measuring peripheral blood
progesterone levels in Greyhound bitches.
Theriogenology, 70, 795-799.
8. CLERO D. (2009)
Détermination du moment de l'ovulation: évaluation de la fiabilité de l'Ovulstart chez la
chienne Beagle.
Thèse de doctorat vétérinaire, Créteil, 168p.
9. CONCANNON PW, HANSEL W, VISEK WJ. (1975)
The ovarian cycle of the bitch: plasma oestrogen, LH and progesterone.
Biol. Reprod., 13, 112-121.
91
10. CONCANNON PW, HANSEL W, Mc ENTEE K. (1977)
Changes in LH, progesterone and sexual behaviour associated with preovulatory
luteinisation in the bitch.
Biol. Reprod., 17, 604-613.
11. CONCANNON PW, WHALEY S. (1983)
Canine gestation length: variations related to the time of mating and fertile life of sperm.
Am. J. Vet. Res., 44, 1819-1821.
12. CONCANNON PW, MCCANN JP, TEMPLE M. (1989)
Biology and endocrinology of ovulation, pregnancy and parturition in the dog.
J. Reprod. Fertil., Suppl 39, 3-25.
13. CONCANNON PW. (1993)
Biology of gonadotrophin secretion in adult and prepubertal female dogs.
J. Reprod. Fertil., Suppl 47, 3-27.
14. CONCANNON PW. (2000)
Canine pregnancy: predicting parturition and timing events of gestation.
In: Recent advances in Small Animal Reproduction, Concannon PW, England G, Verstegen
J, Linde-Forsberg C. International Veterinary Information Service, Ithaca,
NY,
www.ivis.org,
15. CONCANNON PW, TSUTSUI T, SCHILLE V (2001)
Embryo development, hormonal requirements and maternal responses during canine
pregnancy.
J.Reprod. Fertil. (Suppl) 57:169-179.
16. COUZINET B, SCHAISON G (1993)
The control of gonadotrophin secretion by ovarian steroids
Hum. Reprod., suppl 2, (8), 97-101.
17. DE GIER J, KOOISTRA HS, DJADJADININGRAT-LAANEN SC et al. (2006a)
Temporal relations between plasma concentrations of LH, FSH, oestradiol 17B,
progesterone, prolactin and a melanocyte-stimulating hormone during the follicular,
ovulatory, ovulatory and early luteal phase in the bitch
Theriogenology, 65, 1346-1359.
18. DE GIER J, KOOISTRA HS, DJAJADININGRAT-LAANEN SC et al (2006b)
Differential regulation of the secretion of luteinizinghormone and follicle-stimulating
hormone around the time of ovulation in the bitch
Theriogenology, 66, 1419-1422.
19. DUMON C, FONTBONNE A. (1992)
Les indispensables de l'animal de compagnie. Reproduction.
P.M.C.A.C., Paris, 289p.
20. ENGLAND GCW, ALLEN WE. (1989)
Variability of the time of calculated LH release in 218 canine pregnancies.
Vet. Rec., 125, 624-625.
92
21. ENGLAND GCW (1991)
ELISA determination of whole blood and plasma progestogen concentrations in bitches.
Vet. Rec., 129, 221-222.
22. ENGLAND G, YEAGER AE. (1993)
Ultrasonography appearance of the ovary and uterus of the bitch during oestrus, ovulation
and early pregnancy.
J Repod Fertil Suppl 47, 107-117.
23. ENGLAND G and CONCANNON PW. (2002)
Determination of the optimal breeding time in the bitch: basic considerations.
In: Concannon PW, England G, Vertegen J and Linde-Forsberg C: Recent advances in small
animal reproduction.
International Veterinary Service (www.ivis.org), Ithaca, New York
24. ENGLAND G, YEAGER A and CONCANNON PW. (2003)
Ultrasound imaging of the reproductive tract in the bitch.
In: Concannon PW, England G, Verstegen J and Linde-Forsberg C: Recent advances in
small animal reproduction. International Veterinary Service
(www.ivis.org), Ithaca, New York.
25. ENGLAND G et Al. (2006)
Relationship between the fertile period and sperm transport in the bitch.
Theriogenology, 66, 1410-1418.
26. EKER K, SALMANOGLU R (2006)
Ultrasonographic monitoring of follicular development, ovulation and corpora lutea
formation in a bitch.
Turk. J. Vet. Anim. Sci., 30, 589-592.
27. FARSTAD W, ANDERSEN BERG K. (1989)
Factors influencing the success rate of artificial insemination with frozen semen in the dog.
J. Reprod. Fert., Suppl 39, 289-292.
28. FONTBONNE A, BUFF S, GARNIER F. (2000)
Données récentes en physiologie et endocrinologie sexuelles dans l'espèce canine.
Le Point Vet, 31, (209), 26-31.
29. FONTBONNE A, MALANDAIN E. (2006)
Ovarian ultrasonography and follow-up of estrus in the bitch and queen.
Wathram Focus, vol 16, n°2.
30. FONTBONNE A. (2008)
In vivo ovulation, oocyte maturation and fertilisation in the bitch.
Thèse de doctorat de l'Institut des Sciences et Industries du Vivant et de l'Environnement,
116p.
31. GUERIN C, MAUREL MC, LAUNAIS M et al. (1997)
Use an immunoenzymatic assay to detect the luteinizing hormone peak in bitches.
J Reprod Fertil Suppl 51, 277-281
93
32. GUERIN C. (1998)
Détermination du moment de l'ovulation chez la chienne.
Rec. Med. Vet., 117-123.
33. GÜNZEL AR, KOIVISTO P, FOUGNER JA. (1986)
Electrical resistance of vaginal secretion in the bitch.
Theriogenology, 25, n°4, 559-569.
34. HASE M, HORI T, KAWAKAMI E and TSUTSUI T. (2000)
Plasma LH and progesterone levels before and after ovulation and observation of ovarian
follicles by ultrasonnographic diagnosis system in dogs.
Theriogenology, 62, 3, 243-248.
35. HAYER P, GÜNZEL-APEL AR, LÜERSSEN D and HOPPEN HO. (1993)
Ultrasonography monitoring of follicular development ovulation and the early luteal
phase in the bitch.
J Reprod Fertil Suppl 47, 93-100.
36. HEKER K, SALMANOGLU MR (2006)
Ultrasonographic monitoring of follicular development, ovulation and corpora lutea
formation in a bitch.
Turk J Vet Anim Sci, 30, 389-392.
37. HEWITT D, ENGLAN G. (2000)
Assessment of the optimal mating time in the bitch.
In Practice, janvier, 24-33
38. HOLST PA, PHEMISTER RD. (1974)
Onset of dioestrus in the beagle bitch: Definition and significance.
Am. J Vet Res, vol35, p401-406.
39. JEFFCOATE IA and LINDSAY FE. (1989)
Ovulation detection and timing of insemination based on hormone concentrations, vaginal
cytology and the endoscopic appearance of the vagina in domestic bitches.
J Reprod Fertil Suppl 39, 277-287.
40. JEFFCOATE IA and ENGLAND G. (1997)
Urinary LH, Plasma LH and progesterone and their clinical correlates in the periovulatory
period of domestic bitches.
J Reprod Frtil Suppl 51, 207-275.
41. JOHNSTON SD, ROOT-KUSTRITZ MV, OLSON PNS. (2001)
The canine estrous cycle
In: WB Saunders Ed., Canine and Feline Theriogenology, 16-31
42. KOOISTRA HS, OKKENS AC, BEVERS MM, POPP-SNIJDERS C, VAN HAAFTEN B,
DIELEMAN SJ, SHOEMAKER J. (1999)
Concurrent pulsatile secretion of luteinising hormone and follicle-stimulating hormone
during different phases of the oestrous cycle and anoestrus in beagle bitches.
Biol. Reprod., 60, 65-71.
94
43. KÜTZLER MA, MOHAMMED HO, LAMB SV, MEYERS-WALLEN VN. (2003)
Accuracy of canine parturition date prediction from the initial rise in preovulatory
progesterone concentration.
Theriogenology, 60, 1187-1196.
44. LEIDL W, STOLLA R. (1976)
Measurement of electric resistance of the vaginal mucus as an aid for heat detection.
Theriogenology, vol 6, 2-3, 237-244.
45. LEVY X, FONTBONNE A (2007)
Determining the optimal time of mating in bitches: particularities
Rev Bras Reprod Anim, Belo Horizonte, 31, 128-134.
46. LINDE-FORSBERG C, FORSBERG M. (1989)
Fertility in dogs in relation to semen quality and the time and site of insemination with
fresh and frozen semen.
J. Reprod. Fert., Suppl 39, 299-310.
47. LINDE-FORSBERG C, FORSBERG M. (1993)
Results of 527 controlled artificial inseminations in dogs.
J. Reprod. Fert., Suppl 47, 313-323.
48. LINDSAY FEF (1983)
The normal endoscopic appearance of the caudal reproductive tract of the cyclic and non
cyclic bitch: post-uterine endoscopy.
J.Small. Anim. Pract., 24, 1-15.
49. MELLIN TN, ORCZYK GP, HICHENS M, BEHRMAN HR. (1976)
Serum profiles of LH, progesterone and total oestrogens during the canine oestrous cycle.
Theriogenology, 5, 175-187.
50. NISHIYAMA T, KINUGASA T, KIMURA T, WATANABE G, TAYA K,
TSUMAGARI S, TAKEISHI M. (1999)
Determination of optimal time for mating by artificial insemination with chilled semen
using luteinizing hormone surge as an indicator in beagles.
J. Am. Anim. Hosp., 35, 4, 348-352.
51. OKKENS AC, TEUNISSEN JM, VAN OSCH W, VAN DEN BROM WE, DIELEMAN SJ
and KOOISTRA HS. (2001)
Influence of litter size and breed on the duration of gestation in dogs.
J. Reprod. Fert., Suppl 57, 193-197.
52. OLSON PN, BOWEN RA, BEHRENDT MD, OLSON JD NETT TM. (1982)
Concentrations of reproductive hormones in canine serum throughout late anestrus,
proestrus and estrus.
Bio. Reprod., 27, 1196-1206
95
53. ONCLIN K, MURPHY B, VERSTEGEN JP. (2002)
Comparisons of œstradiol, LH and FSH patterns in pregnant and nonpregnant beagle
bitches.
Theriogenology, 57, 1957-1972.
54. PHEMISTER RD, HOLST PA, SPANO JS, HOPWOOD ML. (1973)
Time of ovulation in the beagle bitch
Biol. Reprod., 8, 74-82.
55. PINEDA MH, DOOLEY MP (1991)
In: McDonald's veterinary endocrinology and reproduction.
Jowa State Press, 597p.
56. RENTON JP, BOYD JS. (1992)
Comparison of endocrine changes and ultrasound as means of identifying ovulation
Res Vet Sci, 53, 74-79.
57. REYNAUD K, FONTBONNE A, MARSELOO N, THOUMIRE S, CHEBROUT M, DE
LESEGNO CV, CHASTANT-MAILLARD S. (2005)
In vivo meiotic resumption, fertilization and early embryonic development in the
bitch.
Reproduction, vol 130, p193-201.
58. ROOT KUSTRITZ MV (2001)
Use of commercial luteinizing hormone and progesterone assay kits in canine breeding
management.
In: Recent Advances in Small Animal Reproduction, Concannon P.W., England G.,
Verstegen
III J.
and
Linde-Forsberg C. (Eds.)
International Veterinary Information Service, Ithaca NY (www.ivis.org)
59. SENGER PL (2003)
In: Pathways to pregnancy and parturition.
Current Conceptions, Inc., 2ème edition, 368p.
60. SILVA L, ONCLIN K and VERSTEGEN JP. (1996)
Assesment of ovarian changes around ovulation in bitches by ultrasonography,
laparoscopy and hormonal assays.
Vet. Radiol. Ultrasound., 37, 4, 313-320.
61. SOKOLOWSKI JH. (1977)
Reproductive patterns in the bitch.
Vet. Clin. North. AM., 7, 653-666.
62. TSUMAGARI S, ICHIKAWA Y, TORIUMI H et al. (2003)
Optimal timing for canine artificial insemination with frozensemen and parentage
testing by micosatellite marker in superfecundency.
J Vet Med Sci, 65, 9, 1103-1105
96
63. TSUTSUI T. (1989)
Gamete physiology and timing of ovulation and fertilization in dogs.
J. Reprod. Fertil. Suppl. 39:269-275.
64. VAN HAAFTEN B, DIELEMAN SJ, OKKENS AC, WILLEMSE AH. (1989)
Timing the mating of dogs on the basis of blood progesterone concentration.
Vet. Rec. 125, 524-526.
65. WALLACE SS, MAHAFFEY MB, MILLER DM et al (1992)
Ultrasonographic appearance of the ovaries of dogs during the follicular and luteal phases of
the estrous cycle.
Am. J. Vet. Res., 53 (2), 209-215.
66. WILDT DE, CHAKRABORTY PK, PANKO WB and SEAGER SWJ. (1978)
Relationship of reproductive behavior, serum luteinizing hormone and time of
in the bitch.
Biol. Reprod, 18, 561-570.
ovulation
67. WILDT DE, PANKO WB, CHAKRABORTY PK, SEAGER SWJ. (1979)
Relationship of serum estrone, estradiol-17B and progesterone to LH, sexual behavior and
time of ovulation in the bitch.
Biol. Reprod., 20, 648-658.
68. WRIGHT PJ. (1990)
Application of vaginal cytology and plasma progesterone determinations to the management
of reproduction in the bitch.
J. Small. Anim. Pract., 31, 335-340.
69. WRIGHT PJ. (1991)
Practical aspects of the estimation of the time of ovulation and of insemination in the bitch.
Aust. Vet. J., 68, 1, 10-13.
97
CORNELOUP Dorothée
Etude expérimentale du suivi de chaleurs chez la chienne :
la détection du jour d'ovulation par le dosage semi-quantitatif de LH
Thèse d’Etat de Doctorat Vétérinaire : VETAGRO SUP Campus vétérinaire (2011)
RESUME:
Après avoir présenté les connaissances actuelles en matière d'endocrinologie sexuelle chez
la chienne, nous avons décrit les différentes méthodes disponibles pour déterminer le jour de
l'ovulation. En pratique courante, la technique qui consiste à effectuer des dosages de
progestéronémie tous les deux à quatre jours, associés à la réalisation de frottis vaginaux,
permet d'obtenir des résultats très fiables et une sensibilité élevée.
Dans notre étude, nous avons étudié expérimentalement le dosage semi-quantitatif de LH
(Witness® LH, SYNBIOTICS) en utilisant des échantillons sanguins collectés tous les deux
jours. Nous avons voulu déterminer s'il était possible de détecter le jour d'ovulation en étant
tout aussi précis.
Cette technique nous a permis de mettre en évidence 47% des pics de LH sur tous les cycles
étudiés. Le pic de LH a lieu 63,7 ± 1,4 jours avant la mise bas et 2,6 ± 0,6 jours avant le
seuil de progestéronémie de 25 nmol/L qui permet de « confirmer » le jour de l'ovulation.
Ces résultats cohérents avec les données de la littérature permettent de démontrer la fiabilité
de la technique. Toutefois la faible sensibilité du test reflète que la fréquence de dosage de
LH utilisée dans cette étude était insuffisante et donc difficilement adaptable à la pratique
courante du suivi de chaleurs.
MOTS CLES :
- ovulation
- chien
- hormone lutéinisante
- progestérone
JURY :
Président : Monsieur le Professeur Olivier Dupuis
1er Assesseur : Monsieur Samuel Buff, Maître de Conférences
2ème Assesseur : Monsieur le Professeur Pierre Guérin
DATE DE SOUTENANCE : le 20 décembre 2011
ADRESSE DE L’AUTEUR :
4, rue de la mairie
03220 Vaumas