GUIDE DES BONNES PRATIQUES DE LABORATOIRE EN

Transcription

GUIDE DES BONNES PRATIQUES DE LABORATOIRE EN CYTOLOGIE
Sophie Carbonneau
Chantal Sévigny &
Danièle Tremblay
2e Édition
Auteures
Sophie Carbonneau, T.M., cytologiste à l’Hôpital Sacré Cœur de Montréal
Chantal Sévigny, T.M., cytologiste au CSSS Haut-Richelieu-Rouville
Danièle Tremblay, assistante-chef en cytologie au CHU de Québec
Comité de révision
Etienne Caron, T.M., cytologiste au Centre Hospitalier Anna-Laberge
Anne-Marie Martel, T.M. chargée de dossiers scientifiques et secrétaire du conseil de discipline
de l’OPTMQ
Hugo Parent, correcteur
Marie-Eve Pruneau, coordonnatrice technique en cytologie au CSSS de Trois-Rivières
ISBN 978-2-923458-07-6 (2e édition, 2014) (version imprimée)
ISBN 978-2-923458-08-3 (2e édition, 2014) (PDF)
ISBN 2-9806643-0-8 (1re édition, 2000)
Dépôt légal – Bibliothèque et Archives nationales du Québec, 2014
Dépôt légal – Bibliothèque et Archives Canada, 2014
ACQ 2e édition
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Table des matières
INTRODUCTION ....................................................................................................................................... 7
Origines de la cytologie ........................................................................................................................... 7
Termes utilisés dans ce guide .................................................................................................................. 7
I.
IDENTIFICATION DES REQUÊTES ET DES SPÉCIMENS......................................................................... 8
1.
2.
II.
IDENTIFICATION DES REQUÊTES ................................................................................................................... 8
IDENTIFICATION DES SPÉCIMENS .................................................................................................................. 8
PRÉLÈVEMENT DES SPÉCIMENS GYNÉCOLOGIQUES ......................................................................... 9
3.
4.
5.
6.
7.
BUT DE L’ANALYSE.................................................................................................................................... 9
PRÉLÈVEMENT GYNÉCOLOGIQUE ................................................................................................................. 9
CONDITIONS IDÉALES D’UN PRÉLÈVEMENT GYNÉCOLOGIQUE ........................................................................... 10
FRÉQUENCE DU PAP TEST ........................................................................................................................ 10
PRÉLÈVEMENT GYNÉCOLOGIQUE CONVENTIONNEL ........................................................................................ 10
7.1 Préparation ..................................................................................................................................... 10
7.2 Visualisation du col ......................................................................................................................... 10
7.3 Prélèvement .................................................................................................................................... 10
7.4 Étalement ........................................................................................................................................ 11
7.5 Les avantages d’un étalement uniforme ......................................................................................... 11
7.6 Fixation............................................................................................................................................ 11
7.7 Emballage et transport ................................................................................................................... 11
7.8 Préparation ..................................................................................................................................... 11
8. PRÉLÈVEMENT GYNÉCOLOGIQUE EN MILIEU LIQUIDE...................................................................................... 12
9. L’INTERPRÉTATION DES FROTTIS CYTOLOGIQUES8 .......................................................................................... 12
10.
LE RAPPORT CYTOLOGIQUE................................................................................................................... 13
III.
PRÉLÈVEMENT DES SPÉCIMENS NON GYNÉCOLOGIQUES ........................................................... 14
IV.
SPÉCIMENS PULMONAIRES ........................................................................................................ 14
11.
BUT DE L’ANALYSE .............................................................................................................................. 14
12.
PRÉLÈVEMENT DES EXPECTORATIONS ..................................................................................................... 14
12.1 Préparation des spécimens d’expectoration ................................................................................. 15
12.1.1 Méthode d’étalement direct « Pick and Smear » ....................................................................... 15
12.1.2 Méthode de Saccomano ............................................................................................................ 15
12.2 Fixateurs utilisés ............................................................................................................................ 16
12.3 Méthode d’étalement direct (« Pick and Smear ») ....................................................................... 16
12.4 Méthode de Saccomano................................................................................................................ 16
13.
PRÉLÈVEMENT DES SÉCRÉTIONS BRONCHIQUES OU ASPIRATIONS BRONCHIQUES .............................................. 17
13.1 Préparation des sécrétions bronchiques ou aspirations bronchiques ........................................... 17
13.2 Préparation des lavages bronchiolo-alvéolaires pour le décompte différentiel ............................ 18
13.3 Préparation des lavages bronchiques pour la recherche de Pneumocystis jirovecii (anciennement
Pneumocystis carinii – PCP) .................................................................................................................. 20
14.
PRÉLÈVEMENT D’UN BROSSAGE BRONCHIQUE .......................................................................................... 20
14.1 Préparation des brossages ............................................................................................................ 20
15.
PRÉLÈVEMENT D’UNE BTT (BIOPSIE TRANSTHORACIQUE) ........................................................................... 21
V.
SPÉCIMENS URINAIRES ................................................................................................................... 23
16.
BUT DE L’ANALYSE .............................................................................................................................. 23
17.
PRÉLÈVEMENT DES URINES ................................................................................................................... 23
17.1 Miction spontanée ........................................................................................................................ 23
17.2 Endoscopie / cathétérisme / ponction sus-pubienne .................................................................... 23
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18.
VI.
PRÉPARATION DES URINES ................................................................................................................... 24
PRÉLÈVEMENT DES LIQUIDES BIOLOGIQUES ............................................................................... 25
19.
20.
21.
22.
23.
24.
25.
VII.
BUT DE L’ANALYSE .............................................................................................................................. 25
PRÉLÈVEMENT DES LIQUIDES ................................................................................................................ 25
CONSERVATION ET TRANSPORT ............................................................................................................. 25
PRÉPARATION DES LIQUIDES BIOLOGIQUES .............................................................................................. 26
PRÉPARATION D’UN LCR ..................................................................................................................... 27
PRÉPARATION D’UN LIQUIDE ARTICULAIRE ............................................................................................... 28
PRÉPARATION DE MATÉRIEL PROVENANT DE KYSTE .................................................................................... 28
PRÉLÈVEMENT DES CYTOPONCTIONS ......................................................................................... 29
26.
27.
VIII.
BUT DE L’ANALYSE .............................................................................................................................. 29
PRÉPARATION DE CYTOPONCTIONS ........................................................................................................ 29
PRÉLÈVEMENT GASTRIQUE ET ŒSOPHAGIEN ............................................................................. 30
28.
BUT DE L’ANALYSE .............................................................................................................................. 30
29.
PRÉLÈVEMENT DU MATÉRIEL GASTRIQUE ET DE L’ŒSOPHAGE ...................................................................... 30
30.
PRÉPARATION DU MATÉRIEL GASTRIQUE OU ŒSOPHAGIEN ......................................................................... 31
30.1 Préparation d’un brossage gastrique ou œsophagien .................................................................. 31
30.2 Préparation d’un lavage gastrique................................................................................................ 31
IX.
AUTRES SPÉCIMENS .................................................................................................................... 32
31.
32.
33.
X.
PRÉLÈVEMENT D’UN ÉCOULEMENT MAMMAIRE ........................................................................................ 32
PRÉLÈVEMENT D’UN SPÉCIMEN À L’ANUS ................................................................................................ 33
PRÉPARATION D’UN BLOC CELLULAIRE .................................................................................................... 33
TRANSPORT ET CONSERVATION DES SPÉCIMENS ........................................................................... 34
34.
CONSERVATION DES SPÉCIMENS ............................................................................................................ 34
34.1 Spécimens gynécologiques ............................................................................................................ 34
34.2 Spécimens non gynécologiques ..................................................................................................... 34
35.
TRANSPORT ...................................................................................................................................... 34
35.1 Transport interne .......................................................................................................................... 34
35.2 Transport externe .......................................................................................................................... 34
XI.
36.
37.
XII.
RÉCEPTION ET ENREGISTREMENT DES SPÉCIMENS ..................................................................... 34
RÉCEPTION DES SPÉCIMENS .................................................................................................................. 34
ENREGISTREMENT .............................................................................................................................. 35
COLORATION .............................................................................................................................. 35
38.
COLORATION DE « PAPANICOLAOU » .................................................................................................... 35
38.1 Préparation de la coloration de « Papanicolaou » ........................................................................ 35
38.2 Évaluation de la coloration de « Papanicolaou » .......................................................................... 36
38.3 Coloration progressive .................................................................................................................. 37
38.4 Coloration régressive .................................................................................................................... 38
38.5 Coloration rapide .......................................................................................................................... 39
38.6 Préparation des produits pour la coloration de « Papanicolaou » ................................................ 40
38.7 Décoloration .................................................................................................................................. 41
38.8 Décoloration avec des lamelles de verre ....................................................................................... 41
38.9 Décoloration avec lamelle en film ................................................................................................. 41
38.10 Recoloration ................................................................................................................................ 41
38.11 Problèmes de coloration ............................................................................................................. 42
39.
COLORATION DE « GIEMSA » ............................................................................................................... 46
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39.1 Préparation des produits pour la coloration de « Giemsa ».......................................................... 46
40.
COLORATION DE « GROCOTT »............................................................................................................. 47
40.1 Préparation de la coloration de « Grocott » ................................................................................. 47
40.2 Préparation de lames témoins ...................................................................................................... 48
41.
MONTAGE DES LAMES......................................................................................................................... 49
41.2 Problèmes de montage ................................................................................................................. 50
41.3 Démonter une lame ...................................................................................................................... 50
XIII.
IMMUNOHISTOCHIMIE ............................................................................................................... 50
42.
L’IMMUNOHISTOCHIMIE ...................................................................................................................... 50
42.1 Les marqueurs tissulaires .............................................................................................................. 50
42.2 Marqueurs usuels pour la détection de certains types de cancers ................................................ 51
XIV.
ÉTIQUETAGE DES LAMES ............................................................................................................ 53
XV.
CHARGE DE TRAVAIL .................................................................................................................. 54
XVI.
ANALYSE MICROSCOPIQUE......................................................................................................... 54
XVII.
TERMINOLOGIE....................................................................................................................... 54
XVIII.
CYTODIAGNOSTIC ................................................................................................................... 55
43.
44.
45.
46.
47.
DÉFINITION D’UN CYTODIAGNOSTIC ....................................................................................................... 55
CAS RÉFÉRÉS AU PATHOLOGISTE ............................................................................................................ 55
VALIDATION DES RÉSULTATS ................................................................................................................. 55
LE RAPPORT FINAL .............................................................................................................................. 55
LE RAPPORT COMPLÉMENTAIRE............................................................................................................. 56
XIX.
CONTRÔLE DE LA QUALITÉ ......................................................................................................... 56
48.
CONTRÔLE INTERNE ............................................................................................................................ 56
48.1 Modes de contrôle ........................................................................................................................ 56
48.2 Révision des frottis antérieurs à un frottis positif ......................................................................... 57
48.3 Corrélation cytopathologique ....................................................................................................... 57
49.
CONTRÔLE EXTERNE ........................................................................................................................... 58
XX.
50.
51.
52.
53.
54.
55.
56.
57.
XXI.
MESURES DE SÉCURITÉ ............................................................................................................... 58
ÉQUIPEMENT DE PROTECTION INDIVIDUELLE (ÉPI) .................................................................................... 58
HOTTE CHIMIQUE VS ENCEINTE À SÉCURITÉ BIOLOGIQUE (ESB) ................................................................... 58
ÉQUIPEMENTS D’URGENCE................................................................................................................... 59
MESURES D’URGENCE ......................................................................................................................... 59
SYSTÈME GÉNÉRAL HARMONISÉ (SGH) (ANCIENNEMENT SIMDUT) ............................................................ 59
ÉLIMINATION DES DÉCHETS .................................................................................................................. 59
BONNES PRATIQUES DE LABORATOIRE .................................................................................................... 60
RÉDUCTION DES RISQUES DE CONTAMINATION CROISÉE ............................................................................. 60
ERGONOMIE ET ENVIRONNEMENT ............................................................................................. 60
58.
LA POSITION DE TRAVAIL ...................................................................................................................... 60
59.
ÉQUIPEMENTS DE TRAVAIL ................................................................................................................... 61
59.1 La chaise de travail........................................................................................................................ 61
59.2 La table de travail ......................................................................................................................... 61
59.3 Le microscope................................................................................................................................ 62
60.
AJUSTEMENT COMPLET DU CYTOLOGISTE – CHAISE, TABLE ET MICROSCOPE .................................................... 62
61.
STRUCTURE DU LABORATOIRE DE CYTOLOGIE ........................................................................................... 62
61.1 Structure du local technique ......................................................................................................... 62
61.2 Structure du local de lecture ......................................................................................................... 63
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CONCLUSION ......................................................................................................................................... 63
RÉFÉRENCES ........................................................................................................................................... 65
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Introduction
C’est avec plaisir que nous vous présentons la nouvelle édition du Guide des bonnes pratiques de
laboratoire en cytologie.
Ce guide se veut complémentaire à ce qui est utilisé dans les laboratoires du Québec. Nous vous
suggérons des méthodes de travail qui sont actuellement utilisées dans les différents laboratoires
de cytologie.
Par ce guide, nous espérons contribuer à la qualité et à l’efficacité des laboratoires de cytologie.
Origines de la cytologie
En 1847, Pouchet décrit dans ses travaux des changements morphologiques observés sur les
frottis vaginaux, et ce, tout au long du cycle hormonal.
En 1860, Beale fait une première étude des cellules desquamées dans le but de diagnostiquer le
cancer.
En 1928, George N. Papanicolaou introduit la cytologie comme méthode de diagnostic du cancer
du col. Papanicolaou mit au point une coloration qui, encore aujourd’hui, est de loin la plus utilisée
en cytologie. Le test du dépistage du cancer utérin porte d’ailleurs son nom, d’où le populaire « Pap
test ».
Depuis une cinquantaine d’années, la cytologie est largement reconnue comme moyen de
dépistage du cancer, spécialement pour celui du col de l’utérus chez la femme, car elle permet de
le déceler à un stade précoce et donc, de le traiter plus aisément. Grâce au dépistage de masse,
ce cancer est heureusement devenu très rare dans les pays industrialisés.
En 1976, le Dr Alexander Meisels évoque la possibilité que le col soit le siège de lésions causées
par le Virus du Papillome Humain, surnommé tout simplement « VPH ».
Termes utilisés dans ce guide
Afin d’en faciliter la lecture, voici à quoi réfèrent certains termes utilisés dans ce guide :
 AGC : Atypical Glandular Cells (ou atypies des cellules glandulaires);
 ASC-US : Atypical Squamous Cells of Undetermined Significance (ou atypies des cellules
malpighiennes de signification indéterminée);
 DDM : Date des Dernières Menstruations;
 ESB : Enceinte de Sécurité Biologique;
 Fixateur en aérosol : Il peut s’agir d’un fixateur tel que Cytospray ou encore, d’un fixateur
pulvérisateur;
 HAT SOB : Hystérectomie Abdominale Totale Salpingo-Ovariectomie Bilatérale;
 Lame : Il peut s’agir de lame chargée à bout dépoli, lame entièrement dépolie, etc. selon ce
qui est utilisé dans votre centre;
 LEEP : Technique d’excision électrochirurgicale à l’anse;
 LCR : Liquide Céphalo-Rachidien;
 No de dossier : Numéro de dossier interne de l’hôpital (ou du centre) attribué de façon univoque
à chacun de ses usagers;
 RAMQ : Régie de l’Assurance Maladie du Québec;
 RPM : Révolution Par Minute;
 SAI : Sans Autre Indication;
 Solution saline : Solution stérile de chlorure de sodium à 0,9%;
 VPH : Virus du Papillome Humain.
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I.
Identification des requêtes et des spécimens
L’identification des requêtes et des spécimens représente une étape très importante pour
l’acceptation des spécimens au laboratoire de cytologie. D’ailleurs, l’ensemble des étapes
présentées dans ce guide est régi par des normes internationales, nationales et professionnelles,
ainsi que par les normes d’Agrément Canada1 dans le cadre de l’agrément des établissements de
santé du Québec.
1. Identification des requêtes2
L’identification des requêtes est primordiale, puisqu’elle détermine l’identification de l’usager, du
médecin, de la nature du spécimen, des analyses demandées et l’endroit où le rapport final doit
être acheminé. Toutes les informations présentes sur la requête doivent être écrites lisiblement
afin d’éviter les erreurs.
Informations requises sur la requête
1) Nom et prénom de l’usager;
2) Identification numérique univoque de l’usager (no de la RAMQ et/ou no de dossier);
3) Nom et prénom du médecin requérant;
4) Numéro de pratique du médecin (afin d’identifier le médecin de façon univoque);
5) Adresse complète du médecin ou identification de l’unité de soins où il pratique;
6) La date et l’heure du prélèvement;
7) Les renseignements cliniques pertinents;
8) La nature du spécimen;
9) Le site de prélèvement;
10) Les analyses désirées.
2. Identification des spécimens3
Chaque spécimen doit être identifié de manière à ce qu’il corresponde à la requête qui
l’accompagne. C’est donc grâce à la requête, ainsi qu’à l’étiquetage que les spécimens sont
traçables de manière univoque au patient à qui ils appartiennent. Les exigences d’identification
s’appliquent à tous les types de spécimens, sans égards à la forme sous laquelle ils arrivent (étalés
sur lame, en suspension dans un pot, dans un récipient divers, etc.). Toutes les informations
présentes sur le spécimen doivent être écrites lisiblement afin d’éviter les erreurs.
Informations requises sur les spécimens
1) Nom et prénom de l’usager;
2) Identification numérique univoque de l’usager (no de la RAMQ et/ou no de dossier);
3) L’identification du site de prélèvement est requise lorsqu’il y a plusieurs spécimens pour le
même usager (par exemple : droit, gauche, col 1, col 2, etc.).
Lorsque l’une des informations requises pour l’identification du spécimen ou de la requête est
absente ou erronée, une recherche doit être effectuée afin d’obtenir les informations manquantes
ou correctes. Vous devez vous référer à la politique d’identification des spécimens de votre
établissement pour plus de détails sur la façon de procéder.
http://www.cirano.qc.ca/pdf/publication/2003RP-09.pdf
http://www.optmq.org/admin/Document.aspx?id=445
3 http://www.cirano.qc.ca/pdf/publication/2003RP-09.pdf
1
2
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II.
Prélèvement des spécimens gynécologiques
3. But de l’analyse
L’analyse cytologique des spécimens gynécologiques vise à révéler la présence de cellules
anormales ou cancéreuses en effectuant une analyse microscopique des cellules du col utérin.
Cette analyse, permettant un dépistage précoce du cancer du col utérin, contribue ainsi à réduire
l’incidence de mortalité due à ce type de cancer.
L’analyse cytologique permet également la détection de changements hormonaux non spécifiques,
de même que la présence de certains parasites, virus ou champignons.
4. Prélèvement gynécologique
La réussite d’un prélèvement gynécologique optimal dépend de plusieurs choses. Il faut savoir que
la majorité des lésions précancéreuses et cancéreuses se développent à la jonction naturelle des
deux types d’épithéliums présents au col utérin appelée « zone de transformation ». Il est donc
primordial d’échantillonner adéquatement cet emplacement au col afin de maximiser la récolte de
cellules anormales, si celles-ci sont présentes.
La zone de transformation, qui est visible à l’œil nu, peut varier selon les individus4 et se modifie
selon l’âge de la femme. Ainsi, la zone de transformation se situant à l’exocol chez les jeunes
femmes, elle y est facilement accessible. Cependant, comme l’épithélium pavimenteux se déplace
vers l’endocol avec l’âge, c’est la raison pour laquelle il est parfois plus difficile de prélever des
cellules au niveau de la zone de transformation chez les femmes plus âgées, cette zone se situant
plus haute dans l’endocol.
Source : http://www.chups.jussieu.fr/polys/gyneco/POLY.Chp.21.html.
Thompson, D. W. 1996. Adequate Pap Smear. LPTP Ontario Medical Association, Second
Edition. P.2
4
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Page 9
5.
Conditions idéales d’un prélèvement gynécologique
Le prélèvement doit idéalement être effectué :
 lors de la phase ovulatoire du cycle menstruel (en dehors de la phase menstruelle);
 plus de 48 heures après que la patiente ait effectué une douche vaginale ou qu’elle ait
appliqué une crème ou gelée contraceptive;
 plus de 24 heures après la dernière relation sexuelle de la patiente.
Fréquence du Pap test5
6.
L’intervalle recommandé entre les tests est de 2 à 3 ans pour un frottis normal.
Pour un ASC-US, il n’est pas recommandé d’orienter en colposcopie toutes les femmes qui ont
des résultats équivoques. Il faut plutôt privilégier une stratégie de tri, variant selon l’âge. Ainsi :
7.

Avant 30 ans : Répéter le test cytologique 6 mois plus tard, puis 12 mois plus tard. Orienter
la patiente en colposcopie si le résultat d’ASC-US persiste après 12 mois ou s’il évolue
vers une lésion plus grave à l’un ou l’autre des contrôles effectués.

À partir de 30 ans : Faire un test de détection de VPH oncogènes, puis orienter en
colposcopie si le résultat est positif. Répéter le test cytologique après 12 mois lorsque le
résultat du test VPH est négatif.
Prélèvement gynécologique conventionnel
Le prélèvement gynécologique conventionnel consiste à prélever des cellules au col utérin, puis à
les étaler sur une lame et à les fixer à l’aide d’un fixateur en aérosol. Ce prélèvement est effectué
à l’aide d’une spatule d’Ayre, d’une tige montée ou d’une « cytobrosse ». Il est recommandé d’étaler
une seule lame par patiente par analyse cytologique gynécologique.
7.1 Préparation
À l’aide d’un crayon de plomb (qui ne s’effacera pas lors de la coloration de la lame), identifier la
lame en y inscrivant le nom, le prénom et l’identifiant numérique univoque de la patiente. Il faut
s’assurer d’écrire lisiblement.
7.2 Visualisation du col
1) Mouiller un spéculum à l’eau tiède afin de l’introduire plus facilement. Ne jamais utiliser de
lubrifiant;
2) Visualiser la zone de transformation, puis procéder au prélèvement en utilisant le ou les
instruments appropriés.
7.3 Prélèvement
La majorité des prélèvements sont effectués chez les femmes dont la zone de transformation est
facile à atteindre par l’utilisation de la pointe asymétrique d’une spatule d’Ayre (ou équivalent) ou
à l’aide d’une tige montée.
Cependant, il arrive parfois que la zone de transformation soit située trop haute dans l’endocol et
qu’il soit impossible de parvenir à effectuer un prélèvement à l’aide d’une spatule ou d’une tige
montée. C’est notamment le cas chez les patientes post-ménopausées ou ayant subi certains types
de traitements (LEEP, curetage, etc.). Il est alors recommandé d’utiliser une cytobrosse lorsque la
5
http://www.inspq.qc.ca/pdf/publications/1279_LignesDirectDepistCancerColUterin.pdf
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zone de transformation est difficile ou impossible à atteindre ou encore, chez les patientes ayant
une histoire d’atypies cellulaires à contrôler.
7.4 Étalement
Il ne faut jamais utiliser de lubrifiant lors d’un prélèvement gynécologique. En effet, le lubrifiant
masque la coloration cellulaire et interfère avec le cytodiagnostic. Aussi, il faut étaler et fixer le
frottis le plus rapidement possible afin d’empêcher la détérioration cellulaire.
À l’aide d’une spatule d’Ayre, d’une tige montée ou d’une cytobrosse, étaler le spécimen le plus
uniformément possible en exerçant une légère pression sur la lame. Le mouvement d’étalement
doit être linéaire afin de garder les cellules anormales dans les champs microscopiques adjacents
et ainsi, favoriser une meilleure détection. L’étalement ne doit être ni trop mince  à cause du risque
d’obtenir un spécimen non représentatif  ni trop épais  à cause du risque de masquer des cellules
anormales.
7.5 Les avantages d’un étalement uniforme6
Lorsqu’un prélèvement est étalé de façon irrégulière ou qu’il est trop épais, cela entraîne
habituellement une mauvaise fixation du frottis. Celui-ci se colore ensuite de façon irrégulière et
une quantité appréciable de cellules deviennent ininterprétables à l’examen microscopique. Ainsi,
l’examen peut être limité ou inadéquat, et risque de ne pas révéler des anomalies présentes sur le
frottis, mais masquées soit par l’épaisseur de celui-ci, soit par la mauvaise fixation/ coloration.
Un échantillon trop mince présente aussi des désavantages. Il peut y avoir une quantité insuffisante
de cellules et l’échantillon risque de ne pas être jugé représentatif pour l’émission d’un
cytodiagnostic.
Enfin, l’étalement doit être effectué sur la partie polie de la lame; la portion dépolie servant
uniquement à l’identification de la patiente. Ainsi, à cause de l’apposition de l’étiquette
d’identification à cet endroit, les cellules présentes sur la partie dépolie de la lame sont alors
cachées et non considérées lors du cytodiagnostic.
7.6 Fixation
1) Fixer le frottis immédiatement après l’étalement en utilisant un fixateur en aérosol;
2) Maintenir le fixateur à une distance d’environ 15 à 20 cm avec la lame;
a. Une distance plus rapprochée risque d’endommager les cellules ou de créer des
artéfacts;
b. Une distance plus éloignée risque de ne pas recouvrir adéquatement les cellules.
3) Laisser sécher au moins 10 minutes;
4) Conserver les lames à la température ambiante, dans un contenant les protégeant des
contaminants extérieurs.
7.7 Emballage et transport
1) Déposer chacune des lames bien identifiées dans un carton ou une boite de transport;
2) Joindre les requêtes correspondantes;
3) Acheminer les spécimens et les requêtes au laboratoire de cytologie.
7.8 Préparation
Aucune préparation n’est requise pour ce type de spécimen; les spécimens arrivant déjà étalés et
fixés. Seul un triage des cas urgents est nécessaire. Les lames sont apportées directement à la
coloration, puis traitées selon l’ordre de coloration établi.
6
Thompson, D. W. Op. cit., p.16
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Page 11
8. Prélèvement gynécologique en milieu liquide7
Les cellules cervicales sont prélevées selon les mêmes méthodes que pour le frottis conventionnel.
Suite à la visualisation du col à l’aide du spéculum, un prélèvement est fait à l’aide d’une brosse
spécifique à la cytologie en milieu liquide. Ensuite, la brosse est déposée dans un liquide fixateur.
La mise en suspension dans le liquide permet une libération complète des cellules. Selon l’appareil
choisi par le laboratoire, les méthodes de traitement de l’échantillon peuvent être différentes. La
technique en couche mince permet l’élimination en partie du mucus et des cellules inflammatoires.
Les principaux avantages de cette méthode sont :
 Les échantillons des cellules prélevées sont plus représentatifs et les cellules sont mieux
préservées;
 Une augmentation de la détection des lésions intraépithéliales;
 Le temps de lecture requis est raccourci;
 La possibilité d’effectuer des frottis supplémentaires à partir du même échantillon;
 Une diminution des diagnostics d’ASC-US et d’AGC;
 La possibilité de réaliser des techniques complémentaires, par exemple : la recherche et
le typage du VPH, l’immunocytochimie, etc.
Les principaux désavantages de cette méthode sont :
 Une formation spécialisée est requise pour l’interprétation des frottis et une période
d’adaptation est nécessaire;
 Bien que le temps d’interprétation soit diminué, cette méthode nécessite cependant une
plus grande concentration (selon certains auteurs);
 Le temps de préparation technique est allongé;
 Une augmentation du coût par analyse.
9. L’interprétation des frottis cytologiques8
Le rapport doit être rédigé selon la terminologie du système Bethesda 8 en vigueur. Il doit contenir
une appréciation de la qualité du spécimen, ainsi que le diagnostic cytologique (ou cytodiagnostic).
Renseignements nécessaires pour la validation d’un spécimen :
 Nom et prénom de la patiente;
 Numéro d’identification univoque de l’usager (no de RAMQ et/ou no de dossier);
 Date de naissance;
 Nom et adresse du médecin requérant l’analyse;
 Date de prélèvement;
 Site du prélèvement (vagin, col, dôme, etc.);
 Tout renseignement pertinent (DDM, ménopause, HAT SOB, etc.).
World Health Organization. 2007. La lutte contre le cancer du col de l’utérus : guide des
pratiques essentielles. P. 98.
8 http://nih.techriver.net/index.php
7
ACQ 2e édition
Page 12
10. Le rapport cytologique9
Le rapport émis doit mentionner :
 Type de prélèvement;
o Préciser :
 Frottis conventionnel;
 Préparation en milieu liquide;
 Autre méthode.
9

Qualité du spécimen;
o Satisfaisant pour l’évaluation;
o Satisfaisant pour l’évaluation, mais elle est limitée par (...);
o Insatisfaisant pour l’évaluation (préciser la raison).

Diagnostic;
o Absence de lésion intraépithéliale ou de malignité
o S’il y a lieu, préciser :
 La présence de micro-organismes :
 Trichomonas vaginalis;
 Éléments mycéliens, par exemple évoquant le Candida;
 Anomalies de la flore vaginale évoquant une vaginose
bactérienne;
 Bactéries de type Actinomyces;
 Modifications cellulaires évoquant un Herpès simplex.
 La présence d’autres modifications non néoplasiques :
 Modifications réactionnelles (inflammation, irradiation ou
présence d’un dispositif intra-utérin);
 Présence de cellules glandulaires bénignes post hystérectomie;
 Atrophie.
 Autres (liste non limitative)
 Cellules endométriales chez une femme âgée de 40 ans ou plus.
o Anomalies des cellules malpighiennes
 Atypies des cellules malpighiennes (ASC)
 De signification indéterminée (ASC-US);
 Ne permettant pas d’exclure une lésion malpighienne
intraépithéliale de haut grade (ASC-H).
 Lésion malpighienne intraépithéliale de bas grade (LSIL ou LIBG)
 (regroupant les lésions autrefois dénommées : lésions à VPH/
condylome, dysplasie légère, CIN1)
 Lésion malpighienne intraépithéliale de haut grade (HSIL ou LIHG)
 (regroupant les lésions autrefois dénommées : dysplasies
modérées et sévères, CIN2, CIN3 et CIS)
 Le cas échéant, présence d’éléments faisant suspecter un
processus invasif (sans autre précision)
 Carcinome malpighien (ou épidermoïde).
o Anomalies des cellules glandulaires
 Atypies des cellules glandulaires (AGC)
 Endocervicales (sans autre indication (SAI) ou commenter);
 Endométriales (SAI ou commenter);
 Sans autre indication.
 Atypies des cellules glandulaires en faveur d’une néoplasie
 Endocervicales;
 Sans autre indication.
 Adénocarcinome endocervical in situ (AIS)
http://screening.iarc.fr/atlascytobeth.php?lang=2
ACQ 2e édition
Page 13
Adénocarcinome
 Endocervical;
 Endométrial;
 Extra-utérin;
 SAI.
Autres lésions malignes (préciser).

o

Techniques complémentaires (s’il y a lieu);
o Préciser si la recherche des VPH a été réalisée.

Examen automatisé (s’il y a lieu);
o Si l’examen est automatisé, avec quel système et donner les résultats.

Notes et recommandations (optionnel).
o Concises, formulées en terme de suggestions et si possible, accompagnées de
références.
III. Prélèvement des spécimens non gynécologiques
Types de spécimen analysé (les plus rencontrés) :
 Pulmonaire (expectoration, brossage, sécrétion bronchique et biopsie transthoracique
(BTT));
 Urinaire (miction spontanée, endoscopie cathétérisme, ponction sous-pubienne);
 Liquides biologiques (LCR, pleural, abdominal, péricardique et synovial);
 Gastrique et œsophagien;
 Cytoponction (kyste et nodule).
IV. Spécimens pulmonaires
L’analyse cytologique des spécimens pulmonaires vise à révéler la présence de cellules anormales
ou cancéreuses. Une analyse microscopique des cellules provenant de sites variés et prélevées
par brossage, ponction ou autre est effectuée afin d’établir un cytodiagnostic.
Le cytodiagnostic ainsi établi permet de dépister une lésion ou de détecter la présence de cellules
néoplasiques autrement invisibles à l’œil nu. Généralement, le cytodiagnostic doit être confirmé
par un diagnostic histologique effectué en pathologie. Les prélèvements d’expectoration, de
brossage, de sécrétions pulmonaires et de BTT sont les types de spécimens habituellement reçus
au laboratoire pour une analyse cytologique.
L’objectif de la cytopréparation des spécimens pulmonaires est de réaliser un frottis monocouche
afin d’en optimiser la lecture.
12. Prélèvement des expectorations
Les spécimens d’expectoration sont habituellement recueillis par l’usager lui-même de la façon
suivante :
1) Effectuer le prélèvement à jeun (le matin);
2) Se rincer la bouche et se gargariser avec de l’eau. Il faut éviter de renifler;
3) Prendre 3 ou 4 inspirations abdominales avant de tousser et de cracher;
a. Afin d’être satisfaisant, le spécimen doit provenir des voies respiratoires inférieures
et être obtenu à la suite d’une toux profonde.
ACQ 2e édition
Page 14
4) Recueillir les expectorations dans un récipient contenant environ 50 ml d’alcool 50% ou
70%, ou de fixateur « Saccomano » (consulter la section 12.4 pour les détails sur la
préparation de ce fixateur);
5) Bien agiter le récipient après chaque expectoration afin de s’assurer que le spécimen est
bien mélangé au fixateur;
6) Répéter trois matins consécutifs (dans trois récipients différents) ou selon la demande du
médecin;
7) Conserver le spécimen à la température ambiante ou au réfrigérateur.
12.1 Préparation des spécimens d’expectoration
Les deux méthodes les plus utilisées sont :
 la méthode d’étalement direct ou « Pick and Smear »;
 la méthode « Saccomano ».
Pour la réception et la vérification des non-conformités, veuillez vous référer aux procédures
établies dans votre établissement.
12.1.1 Méthode d’étalement direct « Pick and Smear »
12.1.1.1 M ATERIEL REQUIS
 Serviette absorbante;
 Boite de Petri;
 Curette (à bord tranchant) ou abaisse-langue;
 Lames (4 par spécimen);
 Fixateur en aérosol ;
 Albumine10 (facultatif).
o Certains centres n’utilisant pas de lames chargées ajoutent de l’albumine afin de
faciliter l’adhésion du spécimen à la lame et prévenir le décollement pouvant survenir
lors de la coloration.
12.1.1.2 ÉTAPES
1) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail;
2) Pour chaque spécimen, identifier deux (2) lames, puis les mettre sur la serviette
absorbante;
3) (Facultatif) Déposer une goutte d’albumine au tiers inférieur de chacune des lames;
4) À l’aide de la curette ou de l’abaisse-langue, retirer le spécimen du récipient et le mettre
dans la boite de Petri;
5) Prélever ensuite les zones sanguinolentes, brunâtres, colorées ou montrant de petits
fragments et les déposer au tiers inférieur de la lame;
6) En utilisant une lame vierge, étaler le spécimen en effectuant de légers mouvements
circulaires et de glissement tout en appliquant une petite pression, et ce, jusqu’à ce que le
spécimen soit étalé le plus uniformément possible;
7) Rapidement fixer à l’aide du fixateur en aérosol;
8) Laisser sécher à plat pendant environ 30 minutes avant de procéder à la coloration;
9) Répéter pour la seconde lame.
12.1.2 Méthode de Saccomano
12.1.2.1 M ATERIEL REQUIS
 Mélangeur avec couvercle;
10http://books.google.ca/books?id=824_uwGVzPMC&pg=PA20&dq=albumine+et+frottis+cytologi
que&hl=fr&sa=X&ei=opBNU6S5Dsab2QXxsIHoCw&ved=0CDgQ6AEwAg#v=onepage&q=albumi
ne%20et%20frottis%20cytologique&f=false
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






Centrifugeuse;
Vortex;
Enceinte de sécurité biologique ou écran protecteur;
Équipement de protection individuelle (sarrau, gants, masque et lunettes);
Tube conique;
Lames (4 par spécimen);
Fixateur en aérosol.
12.1.2.2 ÉTAPES
1) Il est recommandé d’effectuer cette préparation sous une enceinte de sécurité biologique.
Le port de l’équipement de protection individuelle est également requis (sarrau, gants,
masque et lunettes);
2) Étaler une serviette absorbante sur la surface de travail ou dans l’enceinte de sécurité
biologique;
absorbante;
4) Agiter le spécimen, le verser dans le mélangeur, puis fermer avec le couvercle;
5) Mélanger de 5 à 10 secondes;
a. Si la préparation n’est pas effectuée sous une enceinte de sécurité biologique :
Laisser reposer au moins 15 minutes avant d’ouvrir le couvercle afin de laisser
retomber les aérosols potentiellement infectieux.
6) Verser le spécimen ainsi mélangé dans un tube conique préalablement identifié;
7) Centrifuger pendant 10 minutes à 2500 RPM;
8) Décanter;
9) Homogénéiser le culot à l’aide du vortex. Il devrait en résulter un mélange à l’aspect
crémeux;
10) Déposer une goutte du mélange ainsi obtenu au tiers inférieur de la lame préalablement
identifiée;
13) Laisser sécher à plat entre 15 et 30 minutes avant de procéder à la coloration;
12.2 Fixateurs utilisés
L’utilisation d’un fixateur est primordiale afin de conserver les cellules prélevées. Le choix du
fixateur dépend de la méthode de préparation utilisée.
12.3 Méthode d’étalement direct (« Pick and Smear »)
Il est recommandé d’utiliser de l’alcool 50% ou 70% pour la méthode d’étalement direct. Voici les
étapes de préparation :
1) Verser 500 ml ou 700 ml d’alcool 100% dans un récipient de 1 L;
2) Ajouter 500 ml ou 300 ml d’eau distillée;
3) Bien mélanger;
4) Conserver à la température ambiante pour une durée maximale de 6 mois.
12.4 Méthode de Saccomano
Il est recommandé d’utiliser le fixateur de Saccomano lorsque la méthode de Saccomano est
utilisée.
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12.4.1 INGRÉDIENTS REQUIS
 975 ml d’alcool 50%;
 25 ml de polyéthylène glycol en phase liquide;
 20 ml de solution mère de Rifampicine (consulter la section 12.4.1.1 pour la préparation
de cette solution) (facultatif).
12.4.1.1 SOLUTION MÈRE DE RIFAMPICINE
1) Dissoudre le contenu d’une capsule de 300 mg de Rifampicine dans 100 ml d’alcool
50%;
2) Bien mélanger jusqu’à la dissolution complète de la capsule;
3) Conserver à la température ambiante.
12.4.2 ÉTAPES
1) Incorporer en mélangeant le polyéthylène glycol en phase liquide à l’alcool 50%;
2) Ajouter la solution mère de Rifampicine (facultatif);
3) Bien mélanger;
4) Filtrer;
5) Conserver à la température ambiante.
13. Prélèvement des sécrétions bronchiques ou aspirations
bronchiques
Les prélèvements ou aspirations bronchiques sont obtenus par des professionnels de la santé
habilités à effectuer ces types de prélèvements. Immédiatement après l’obtention du prélèvement,
il faut :
1) Incorporer au matériel prélevé un volume égal d’alcool 70%;
2) Remplir la requête associée en y indiquant tous les renseignements pertinents;
3) Acheminer l’échantillon et la requête au laboratoire de cytologie où l’échantillon sera par
la suite conservé à 4 °C jusqu’au moment où il sera préparé par le personnel de
laboratoire.
13.1 Préparation des sécrétions bronchiques ou aspirations
bronchiques
Ces spécimens sont habituellement fixés lorsqu’ils arrivent au laboratoire. Le cas échéant, les
spécimens étant utilisés en cytologie doivent être fixés, et ce, le plus rapidement possible.
Toutefois, certains spécimens sont acheminés à l’état frais, selon l’analyse demandée.
13.1.1 M ATERIEL REQUIS
 Centrifugeuse;
 Vortex;
 Enceinte de sécurité biologique ou écran protecteur;
 Équipement de protection individuelle (sarrau, gants, masque et lunettes);
 Tube conique;
 Pipettes jetables (pipettes Pasteur);
 Fixateur en aérosol;
 Solution saline.
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Page 17
13.1.2 ÉTAPES
biologique;
absorbante;
4) Agiter vigoureusement le spécimen;
5) Verser le spécimen dans un tube conique préalablement identifié;
7) Si du mucus est présent : retirer une petite quantité de mucus de la surface du spécimen
en utilisant une pipette jetable et le réserver;
8) Décanter;
9) A l’aide d’une pipette jetable, ajouter le mucus réservé et mélanger par bouillonnement
avec la pipette jusqu’à ce que le mucus devienne friable;
10) Ajouter quelques gouttes de solution saline, puis mélanger au vortex;
identifiée;
circulaires et de glissement tout en appliquant une petite pression et ce, jusqu’à ce que le
13.2 Préparation des lavages bronchiolo-alvéolaires pour le
décompte différentiel
Ce type de spécimen est habituellement fixé lorsqu’il arrive au laboratoire. Le cas échéant, les
Toutefois, il arrive qu’il soit acheminé à l’état frais, selon l’analyse demandée ou la procédure
établie dans le centre. Le décompte différentiel, effectué à l’état frais, peut contribuer au diagnostic
de la sarcoïdose, par exemple.
13.2.1 M ATÉRIEL REQUIS
 Centrifugeuse;
 Cytocentrifugeuse;
 Matériel pour cytocentrifugeuse (filtre, support, chambre à spécimen, bouchon, etc.);
 Vortex;
 Tube conique de 15 ml;
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






Tube conique de 30 ml;
Pipettes jetables (pipettes Pasteur);
Lames (2 par spécimen);
Portoir ou support à tubes;
Fixateur en aérosol;
Acide acétique ou CytoLyt;
Solution saline.
13.2.2 ÉTAPES
biologique;
absorbante;
4) Agiter vigoureusement le spécimen ou mélanger au vortex;
5) Procéder à une estimation visuelle (qualitative) de la turbidité et de l’opacité du spécimen
comme suit :
a. Si le spécimen semble très turbide et opaque : Verser 5 ml de spécimen dans un
tube conique de 15 ml préalablement identifié et compléter à 15 ml avec de la
solution saline;
b. Si le spécimen semble modérément turbide et opaque : Verser 10 ml de spécimen
dans un tube conique de 15 ml préalablement identifié et compléter à 15 ml avec
de la solution saline;
c. Si le spécimen semble clair et transparent : Verser 20 ml de spécimen dans un
tube conique de 30 ml préalablement identifié et compléter à 30 ml avec de la
solution saline.
7) Décanter;
8) Si moins de 1 ml sont présents, ajouter de la solution saline pour obtenir 1 ml. Remettre
en suspension à l’aide du vortex;
9) Si le spécimen semble sanguinolent, ajouter de 1 à 2 gouttes d’acide acétique ou de
CytoLyt;
10) Aspirer complètement la suspension dans la portion élargie de la pipette jetable, puis
déposer la pipette en position verticale dans le tube conique;
11) Placer la portion élargie de la pipette contenant la suspension ainsi aspirée devant une
source lumineuse afin d’en évaluer la turbidité et l’opacité;
12) Diluer la suspension cellulaire avec de la solution saline et ce, jusqu’à l’obtention d’une
suspension légèrement trouble;
13) Procéder à l’assemblage des deux (2) lames (préalablement identifiées) pour la
cytocentrifugation;
14) Cytocentrifuger pendant 4 minutes à 1500 RPM;
16) Laisser sécher à plat environ 15 minutes avant de procéder à la coloration.
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Page 19
13.3 Préparation des lavages bronchiques pour la recherche de
Pneumocystis jirovecii (anciennement Pneumocystis carinii – PCP)
Se référer à la préparation des lavages bronchiolo-alvéolaires pour le décompte différentiel, puis
poursuivre avec la coloration de Grocott (une imprégnation argentique) (consulter la section 40.
Coloration de « Grocott » pour plus de détails).
14. Prélèvement d’un brossage bronchique
Le prélèvement de ce type de spécimen est effectué par un médecin et est obtenu par
bronchoscopie.
14.1 Préparation des brossages
Il faut noter qu’il est difficile d’obtenir un spécimen de brossage de qualité optimale, car l’étalement
et la rapidité de fixation sont assujettis à l’habileté du personnel médical qui l’effectue.
 Centrifugeuse;
 Tube conique;
 Fixateur en aérosol.
14.2 ÉTAPES : SI LES LAMES REÇUES SONT DÉJÀ ÉTALÉES ET FIXÉES
2) Si nécessaire, apposer une étiquette d’identification interne, puis les mettre sur la
serviette absorbante;
3) S’assurer que les lames ont séché pendant environ 15 minutes avant de procéder à la
coloration.
14.3 ÉTAPES : SI LE SPÉCIMEN REÇU EST SUR UNE BROSSE – ÉTALEMENT DIRECT
absorbante;
3) Étaler le spécimen contenu sur la brosse en effectuant avec la brosse un mouvement
d’étalement en roulant celle-ci;
5) Laisser sécher à plat entre 15 et 30 minutes avant de procéder à la coloration.
14.4 ÉTAPES : SI LE SPÉCIMEN EST REÇU SUR UNE BROSSE – ÉTALEMENT INDIRECT
biologique;
absorbante;
4) Agiter la brosse dans le liquide fixateur de transport afin de déloger les cellules de la
brosse;
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5)
6)
7)
8)
9)
10)
11)
12)
13)
Verser le liquide contenant à présent les cellules dans un tube conique préalablement
identifié;
Centrifuger pendant 10 minutes à 2500 RPM;
Décanter;
Remettre en suspension;
Déposer une goutte du mélange ainsi obtenu au tiers inférieur de la lame préalablement
identifiée;
En utilisant une lame vierge, étaler le spécimen en effectuant de légers mouvements
Rapidement fixer à l’aide du fixateur en aérosol;
Laisser sécher à plat entre 15 et 30 minutes avant de procéder à la coloration;
Répéter pour la seconde lame.
15. Prélèvement d’une BTT (biopsie transthoracique)
Le prélèvement de ce type de spécimen est effectué par un médecin. L’assistance d’un radiologiste
est nécessaire. Une fixation rapide de ces spécimens est requise. Les cytologistes peuvent
également être présents et leur rôle est d’assister le médecin lors du prélèvement et d’étaler le
spécimen obtenu.
Ce type de prélèvement n’est pas idéal pour les masses mollasses, les zones mal délimitées, les
nodules non tendus, les nodules fibreux et les kystes.
15.1 M ATÉRIEL REQUIS
 Centrifugeuse;
 Seringues (avec aiguilles);
 Support-pistolet en métal (voir image ci-contre);
 Coplin contenant de l’alcool 95%;
 Récipient contenant de l’alcool 50%;
 Formol tamponné;
15.2 ÉTAPES : PONCTION D’UNE LÉSION SOLIDE
Avant la ponction :
absorbante;
3) Insérer la seringue dans le support-pistolet en métal;
4) À l’aide de la seringue, aspirer quelques gouttes de solution saline, puis les rejeter dans
un évier ou un contenant prévu à cet effet;
ACQ 2e édition
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a. Cette étape a pour but de rincer l’aiguille et de s’assurer qu’une partie du spécimen
qui sera prélevé ne séchera pas dans l’aiguille.
Après la ponction :
5) Retirer la seringue du support-pistolet;
6) Ôter l’aiguille de la seringue et tirer le piston au maximum;
7) Remettre l’aiguille sur la seringue en prenant soin d’orienter le biseau vers le bas;
8) Immobiliser la seringue au centre de la lame  en faisant un angle de 45° et expulser
délicatement une goutte du spécimen;
9) À l’aide d’une lame vierge, étaler le spécimen en effectuant un mouvement rapide et
continu de glissement;
10) Rapidement mettre la lame ainsi étalée dans le coplin contenant l’alcool 95% afin de fixer
le spécimen;
11) Répéter pour la seconde lame;
a. Il est possible de conserver également les lames ayant servi à l’étalement. Dans
ce cas, quatre (4) lames seront alors obtenues par spécimen.
12) Si le médecin décide de procéder à une seconde ponction, répéter les étapes ci-dessus;
13) Acheminer la(les) seringue(s) et le coplin contenant les lames au laboratoire de cytologie;
14) Une fois au laboratoire, retirer les lames du coplin et les fixer à l’aide du fixateur en aérosol;
15) Laisser sécher les lames à plat sur une serviette absorbante environ 15 minutes avant de
procéder à la coloration;
16) Expulser le contenu des seringues dans un tube conique préalablement identifié et
contenant du formol tamponné, puis suivre les étapes permettant d’effectuer un bloc
cellulaire (consulter la section 33. Préparation d’un bloc cellulaire pour plus de détails).
15.3 ÉTAPES : PONCTION D’UNE LÉSION KYSTIQUE
absorbante;
3) Expulser le contenu de la seringue dans le récipient contenant l’alcool 50% et identifier
celui-ci de façon univoque;
4) Acheminer le récipient contenant le spécimen au laboratoire de cytologie;
5) Une fois au laboratoire, verser 30 ml du spécimen dans un tube conique préalablement
identifié;
7) Décanter;
8) À l’aide d’une pipette jetable, recueillir la partie blanche du culot et en déposer une goutte
au centre de la lame;
10) Fixer rapidement à l’aide du fixateur en aérosol;
ACQ 2e édition
Page 22
V.
Spécimens urinaires
L’analyse cytologique des spécimens urinaires vise à révéler la présence de cellules anormales ou
cancéreuses. Une analyse microscopique des cellules obtenues par miction spontanée, par
endoscopie, par cathétérisme ou par ponction sus-pubienne est effectuée afin d’établir un
cytodiagnostic.
par un diagnostic histologique effectué en pathologie.
L’objectif de la cytopréparation des spécimens urinaires est de réaliser un frottis monocouche afin
d’en optimiser la lecture.
17. Prélèvement des urines
En général, deux types de spécimens sont analysés en cytologie : les spécimens obtenus par
miction spontanée et récupérés par l’usager lui-même, et les spécimens obtenus par le médecin
spécialiste (endoscopie, cathétérisme, ponction sus-pubienne).
Lorsque le patient a une vessie iléale, il est primordial que l’information soit indiquée sur le
formulaire de demande pour éviter des erreurs de diagnostic.
17.1 Miction spontanée
1) La 1re urine du matin n’est pas recommandée pour une analyse cytologique, car les cellules
desquamées ont séjourné trop longtemps dans la vessie. Toutes les autres urines sont
acceptables;
2) À l’aide d’un savon doux, nettoyer, puis rincer les organes génitaux;
3) Uriner directement dans la toilette pendant quelques secondes afin de nettoyer les voies
urinaires;
4) Ensuite, dans un récipient identifié de façon univoque et contenant environ 30 ml d’alcool
50%11, uriner environ 30 ml;
a. Une concentration supérieure à 50% ne devrait pas être utilisée pour les liquides
potentiellement riches en protéines, car les sédiments deviennent alors durs et
très difficiles à étaler.
5) Terminer la miction dans la toilette;
6) Répéter l’opération pendant trois jours consécutifs ou selon la demande du médecin;
7) S’assurer que le contenant soit bien identifié (nom, prénom et identifiant numérique
univoque de l’usager);
8) Conserver les spécimens au réfrigérateur;
9) Dès que l’ensemble des spécimens requis est obtenu, les acheminer au laboratoire de
cytologie, ainsi que les requêtes correspondantes dûment remplies.
17.2 Endoscopie / cathétérisme / ponction sus-pubienne
1) Mettre le spécimen ainsi obtenu dans un récipient contenant de l’alcool 50%, et ce, en
tentant de respecter un ratio 1 :1;
2) S’assurer de bien identifier le récipient contenant le spécimen (nom, prénom et identifiant
numérique univoque de l’usager);
11
Koss, L. G. 2006. Koss’ Diagnostic Cytology and its Histopathologic Bases, p.1575
ACQ 2e édition
Page 23
a. Si plusieurs types de prélèvements sont effectués, il est essentiel d’indiquer
également le type de prélèvement sur le récipient et la requête correspondante
afin d’éviter des erreurs d’interprétation lors de l’analyse cytologique. En effet, des
spécimens obtenus par des méthodes différentes génèrent des images
cytologiques différentes.
3) Acheminer le récipient contenant le spécimen au laboratoire de cytologie, accompagné de
la requête correspondante dûment remplie.
18. Préparation des urines
 Centrifugeuse;
 Vortex;
 Portoir ou support à tubes;
 Acide acétique ou CytoLyt;
18.2 ÉTAPES
2) Pour chaque spécimen, identifier un tube conique, puis le déposer sur le portoir, et
identifier deux (2) lames, puis les mettre sur la serviette absorbante;
3) Mélanger le spécimen, puis en verser 30 ml dans le tube conique correspondant;
4) Compléter à 50 ml avec de la solution saline;
5) Ajouter 5 gouttes d’acide acétique ou de CytoLyt;
7) Décanter;
8) Ajouter ensuite de la solution saline comme suit :
a. Si aucun culot n’est visible : Ajouter environ 1 ml de solution saline;
b. Si un culot est visible : Ajouter de la solution saline jusqu’à l’obtention d’une
suspension légèrement trouble.
9) Remettre en suspension à l’aide du vortex;
10) Procéder à l’assemblage de deux (2) lames (préalablement identifiées) pour la
cytocentrifugation;
ACQ 2e édition
Page 24
VI. Prélèvement des liquides biologiques
L’analyse cytologique des liquides biologiques vise à révéler la présence de cellules anormales ou
cancéreuses. Une analyse microscopique des cellules obtenues est effectuée afin d’établir un
cytodiagnostic.
L’objectif de la cytopréparation des liquides biologiques est de réaliser un frottis monocouche afin
d’en optimiser la lecture.
19.1 TYPES DE LIQUIDE
 Kyste :
o Thyroïdien;
o Mammaire;
o Hépatique;
o Rénal;
o Ovarien;
o Cérébral;
o Autres.
 Épanchement :
o Pleural;
o Péritonéal ou ascite;
o Péricardique.
 Autre :
o Liquide de laparotomie ou laparoscopie;
o Liquide céphalo-rachidien (LCR);
o Liquide de lavage péritonéal.
20. Prélèvement des liquides
Ces spécimens sont habituellement fixés lorsqu’ils arrivent au laboratoire. Le cas échéant, les
Toutefois, certains spécimens sont acheminés à l’état frais, selon l’analyse demandée, comme
c’est le cas pour la recherche de cristaux d’acide urique dans un liquide articulaire, par exemple.
Les spécimens reçus au laboratoire de cytologie doivent être identifiés adéquatement (nom,
prénom et identifiant numérique univoque de l’usager) et la nature du spécimen doit être inscrite
sur le récipient, ainsi que sur la requête correspondante dûment remplie.
21. Conservation et transport
Tous les spécimens doivent être acheminés le plus rapidement possible au laboratoire de
cytologie. Cependant, certains spécimens doivent respecter des délais stricts afin de s’assurer de
la qualité du spécimen, tel que :
 LCR : Si le délai entre la ponction et la réception du spécimen au laboratoire de cytologie est
de moins d’une (1) heure, le spécimen peut être reçu à l’état frais. Si le spécimen n’est pas
préparé immédiatement, il doit être fixé en ajoutant de l’alcool 95%. Conserver ensuite au
réfrigérateur.
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
Liquide articulaire : Si une recherche de cristaux d’acide urique est demandée, le spécimen
doit être reçu à l’état frais. Sinon, il doit être fixé avec de l’alcool 50%, puis conservé au
réfrigérateur.

Autres liquides : Si le délai entre la ponction et la réception du spécimen au laboratoire de
cytologie est de moins de quatre (4) heures, le spécimen peut être reçu à l’état frais. Si le
spécimen n’est pas préparé immédiatement, il doit être fixé en ajoutant de l’alcool 50% ou 70%.
Conserver ensuite au réfrigérateur.
22. Préparation des liquides biologiques
Toutes les manipulations de liquides biologiques devraient être effectuées sous une
enceinte de sécurité biologique (ESB).
Au moment de la réception de tout liquide biologique, il est important de noter l’aspect
macroscopique, ainsi que le volume de liquide reçu.
22.1 M ATERIEL REQUIS
 Centrifugeuse;
 Tubes coniques de 15 ml;
 Solution saline;
 P.E.G. (mélange d’éthanol à 70 % et de polyéthylène glycérol) ou Carbowax;
 Albumine (facultatif);
 Passoire (facultatif).
22.2 ÉTAPES
2) Pour chaque spécimen, identifier les tubes coniques, puis les déposer sur le portoir, et
a. Étape facultative : il est possible de filtrer le spécimen à l’aide d’une passoire avant
de le verser dans le tube conique, et ce, afin d’en retirer la fibrine.
7) Décanter.
22.2.1 SI LE CULOT EST TRÈS PETIT (UN MINCE ANNEAU)
8) À l’aide d’une pipette jetable, prélever tout le culot;
9) Transférer dans un tube conique de 15 ml préalablement identifié;
10) Compléter le volume à 0,8 ml avec de la solution saline;
11) Ajouter une goutte d’acide acétique ou de CytoLyt;
12) Remettre en suspension;
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cytocentrifugation;
22.2.2 SI LE CULOT EST IMPORTANT
10) Ajouter une quantité équivalente de P.E.G. ou de Carbowax;
a. Étape facultative : Ajouter une goutte d’albumine afin de faciliter l’adhésion du
spécimen à la lame si des lames non chargées sont utilisées.
13) Bien mélanger par bouillonnement à l’aide d’une pipette jetable, puis déposer une goutte
16) Laisser sécher à plat environ 30 minutes avant de procéder à la coloration;
23. Préparation d’un LCR
23.2 ÉTAPES
Pour chaque spécimen, identifier les tubes coniques, puis les déposer sur le portoir, et identifier
deux (2) lames;
23.2.1 SI LE VOLUME EST INFÉRIEUR À 1 ML
2) Ajouter une goutte d’acide acétique ou de CytoLyt;
3) Bien mélanger par bouillonnement à l’aide d’une pipette jetable;
cytocentrifugation;
23.2.2 SI LE VOLUME EST SUPÉRIEUR À 1 ML
1) Transférer dans un tube de 15 ml préalablement identifié;
2) Ajouter deux (2) gouttes d’acide acétique ou de CytoLyt;
4) Décanter;
5) Remettre le mélange en suspension;
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cytocentrifugation;
24. Préparation d’un liquide articulaire
Il faut noter que la viscosité de ce type de spécimen empêche une concentration adéquate du
matériel cellulaire. Il est donc recommandé d’homogénéiser le spécimen en employant la méthode
de « Saccomano ». Lorsque le spécimen est homogénéisé, procéder à la technique des liquides.
25. Préparation de matériel provenant de kyste
spécimens étant utilisés en cytologie doivent être fixés, et ce, le plus rapidement possible à l’aide
d’alcool 50%. Toutefois, certains spécimens sont acheminés à l’état frais, selon l’analyse
demandée. Aucune préparation n’est requise si le spécimen arrive déjà étalé et fixé.
25.1 M ATERIEL REQUIS
 Centrifugeuse;
25.2 ÉTAPES
2) Pour chaque spécimen, identifier un tube conique, puis le déposer sur le portoir, et
7) Décanter;
8) Remettre le mélange en suspension;
9) À l’aide d’une pipette jetable, déposer une goutte au centre de la lame;
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VII. Prélèvement des cytoponctions
L’analyse cytologique des cytoponctions vise à révéler la présence de cellules anormales ou
cancéreuses. Une analyse microscopique des cellules obtenues est effectuée afin d’établir un
cytodiagnostic.
L’objectif de la cytopréparation des cytoponctions est de réaliser un frottis monocouche afin d’en
optimiser la lecture.
27. Préparation de cytoponctions
Le prélèvement par cytoponction est effectué par un médecin. Cependant, les cytologistes peuvent
être présents pour assister le médecin et étaler les spécimens lors du prélèvement. Le spécimen
obtenu suite à une cytoponction provient d’une masse visible ou palpable qui peut être solide ou
kystique.
 Centrifugeuse;
 Seringues (avec aiguilles);
 Support-pistolet en métal (voir image ci-contre);
 Coplin contenant de l’alcool 95%;
 Récipient contenant de l’alcool 50%;
 Formol tamponné;
27.2 ÉTAPES : PONCTION D’UNE MASSE SOLIDE
Avant la ponction :
absorbante;
3) Insérer la seringue dans le support-pistolet en métal;
4) À l’aide de la seringue, aspirer quelques gouttes de solution saline, puis les rejeter dans
un évier ou un contenant prévu à cet effet;
a. Cette étape a pour but de rincer l’aiguille et de s’assurer qu’une partie du spécimen
qui sera prélevé ne séchera pas dans l’aiguille.
Après la ponction :
5) Retirer la seringue du support-pistolet;
6) Ôter l’aiguille de la seringue et tirer le piston au maximum;
7) Remettre l’aiguille sur la seringue en prenant soin d’orienter le biseau vers le bas;
8) Immobiliser la seringue au centre de la lame  en faisant un angle de 45°  et expulser
délicatement une goutte du spécimen;
9) À l’aide d’une lame vierge, étaler le spécimen en effectuant un mouvement rapide et
continu de glissement;
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10) Rapidement mettre la lame ainsi étalée dans le coplin contenant l’alcool 95% afin de fixer
le spécimen;
11) Répéter pour la seconde lame;
a. Il est possible de conserver également les lames ayant servi à l’étalement. Dans
ce cas, quatre (4) lames seront alors obtenues par spécimen.
12) Si le médecin décide de procéder à une seconde ponction, répéter les étapes ci-dessus;
13) Acheminer la(les) seringue(s) et le coplin contenant les lames au laboratoire de cytologie;
14) Une fois au laboratoire, retirer les lames du coplin et les fixer à l’aide du fixateur en aérosol;
15) Laisser sécher les lames à plat sur une serviette absorbante environ 15 minutes avant de
procéder à la coloration;
16) Expulser le contenu des seringues dans un tube conique préalablement identifié et
contenant du formol tamponné, puis suivre les étapes permettant d’effectuer un bloc
cellulaire (consulter la section 33. Préparation d’un bloc cellulaire pour plus de détails)
27.3 ÉTAPES : PONCTION D’UNE MASSE KYSTIQUE
absorbante;
3) Expulser le contenu de la seringue dans le récipient contenant l’alcool 50% et identifier
celui-ci de façon univoque;
4) Acheminer le récipient contenant le spécimen au laboratoire de cytologie;
5) Une fois au laboratoire, verser 30 ml du spécimen dans un tube conique préalablement
identifié;
7) Décanter;
8) À l’aide d’une pipette jetable, recueillir la partie blanche du culot et en déposer une goutte
VIII.
Prélèvement gastrique et œsophagien
L’analyse cytologique de prélèvements gastriques ou œsophagiens vise à révéler la présence de
cellules anormales ou cancéreuses. Une analyse microscopique des cellules obtenues est
effectuée afin d’établir un cytodiagnostic.
L’objectif de la cytopréparation des spécimens gastriques et œsophagiens est de réaliser un frottis
monocouche afin d’en optimiser la lecture.
29. Prélèvement du matériel gastrique et de l’œsophage
Les brossages gastriques ou œsophagiens sont effectués par un médecin et sont obtenus par
endoscopie. Une fixation rapide de ce type de spécimen est essentielle.
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Page 30
30. Préparation du matériel gastrique ou œsophagien
30.1 Préparation d’un brossage gastrique ou œsophagien
 Centrifugeuse;
 Tube conique;
 Fixateur en aérosol.
30.1.2 ÉTAPES : SI LES LAMES REÇUES SONT DÉJÀ ÉTALÉES ET FIXÉES
2) Si nécessaire, apposer une étiquette d’identification interne, puis les mettre sur la serviette
absorbante;
3) S’assurer que les lames ont séché pendant environ 15 minutes avant de procéder à la
coloration.
30.1.3 ÉTAPES : SI LE SPÉCIMEN REÇU EST SUR UNE BROSSE – ÉTALEMENT DIRECT
absorbante;
3) Étaler le spécimen contenu sur la brosse en effectuant avec la brosse un mouvement
d’étalement en roulant celle-ci;
5) Laisser sécher à plat entre 15 et 30 minutes avant de procéder à la coloration.
30.1.4 ÉTAPES : SI LE SPÉCIMEN EST REÇU SUR UNE BROSSE – ÉTALEMENT INDIRECT
absorbante;
3) Agiter la brosse dans le liquide fixateur de transport afin de déloger les cellules de la
brosse;
4) Verser le liquide contenant à présent les cellules dans un tube conique préalablement
identifié;
6) Décanter;
7) Remettre en suspension;
identifiée;
30.2 Préparation d’un lavage gastrique
spécimens étant utilisés en cytologie doivent être fixés, et ce, le plus rapidement possible à l’aide
d’alcool 50% ou 70%. Toutefois, certains spécimens sont acheminés à l’état frais, selon l’analyse
demandée.
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30.2.1 M ATERIEL REQUIS
 Centrifugeuse;
 Solution saline;
 P.E.G. (mélange d’éthanol à 70 % et de polyéthylène glycérol) ou Carbowax;
 Albumine (facultatif);
 Passoire (facultatif).
30.2.2 ÉTAPES
2) Pour chaque spécimen, identifier les tubes coniques, puis les déposer sur le portoir, et
a. Étape facultative : il est possible de filtrer le spécimen à l’aide d’une passoire avant
de le verser dans le tube conique.
7) Décanter.
10) Ajouter une quantité équivalente de P.E.G. ou de Carbowax;
a. Étape facultative : Ajouter une goutte d’albumine afin de faciliter l’adhésion du
spécimen à la lame si des lames non chargées sont utilisées.
11) Bien mélanger par bouillonnement à l’aide d’une pipette jetable, puis déposer une goutte
IX. Autres spécimens
31. Prélèvement d’un écoulement mammaire
Le prélèvement d’un écoulement mammaire est obtenu soit par empreinte directe du mamelon sur
la lame  si l’écoulement est spontané ou peu abondant  soit par pression douce du mamelon. Il
est cependant important de bien nettoyer le mamelon avec de l’alcool et de le laisser sécher avant
de procéder au prélèvement.
Deux (2) lames sont habituellement effectuées pour ce type de spécimen et une fixation rapide de
ce type de spécimen est requise.
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Page 32
32. Prélèvement d’un spécimen à l’anus
Les prélèvements venant d’un spécimen d’anus doivent être traités comme une cytologie
gynécologique.
33. Préparation d’un bloc cellulaire
Le bloc cellulaire est préparé selon la nature du spécimen. Il peut être effectué dans plusieurs buts :
obtenir des coupes pour nous renseigner sur la cellularité du spécimen, effectuer des colorations
spéciales ou immunohistochimiques, conserver le spécimen sur une période de temps plus longue
ou pour procéder ultérieurement à des analyses supplémentaires. Il incombe néanmoins au
pathologiste du centre hospitalier de déterminer les spécimens pour lesquels la préparation d’un
bloc cellulaire est pertinente et/ou requise.
 Centrifugeuse;
 Vortex;
 Plaque chauffante ou four à micro-ondes;
 Tube conique (pour centrifugeuse);
 Bécher;
 Spatule;
 Cassette;
 Papier fin (mis en cassette);
 Histogel;
 Récipient contenant du formol tamponné.
33.2 ÉTAPES
1) Pour chaque spécimen à mettre en bloc, identifier un tube conique et une cassette;
2) Verser le spécimen dans le tube conique;
3) Centrifuger le spécimen pendant 15 à 20 minutes à 2500 RPM;
4) Décanter;
5) Ôter le bouchon du tube d’Histogel, puis mettre le tube dans un bécher contenant de l’eau;
6) Pour chauffer l’eau du bécher (qui liquéfiera l’Histogel) :
a. Soit mettre le bécher sur une plaque chauffante;
b. Soit mettre le bécher au four à micro-ondes et chauffer pendant une dizaine de
secondes. Agiter et répéter jusqu’à liquéfaction (afin d’éviter les éclaboussures).
7) Ajouter une quantité suffisante d’Histogel pour recouvrir le culot;
8) Mélanger à l’aide du vortex;
9) Centrifuger pendant 15 à 20 minutes à 2500 RPM;
10) Laisser durcir :
a. Au congélateur pendant 15 minutes;
b. Au réfrigérateur pendant 30 minutes;
c. À la température ambiante (beaucoup plus long).
11) À l’aide d’une spatule, démouler le bloc;
12) Déposer le bloc sur le papier fin et replier celui-ci. Déposer le bloc ainsi emballé dans la
cassette identifiée;
13) Déposer la cassette dans le récipient contenant le formol tamponné;
14) Acheminer le tout au laboratoire de pathologie pour l’enrobage, la circulation, la coupe et
la coloration.
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Page 33
X.
Transport et conservation des spécimens
34. Conservation des spécimens
Comme la conservation des spécimens est un facteur important influençant grandement la qualité
des résultats, les spécimens reçus au laboratoire de cytologie arrivent habituellement fixés. Le cas
échéant, ils doivent être fixés le plus rapidement possible. Toutefois, il faut mentionner qu’il arrive
parfois que certains spécimens soient acheminés à l’état frais, selon l’analyse demandée.
34.1 Spécimens gynécologiques
Les spécimens gynécologiques doivent être fixés à l’aide d’un fixateur en aérosol (Cytospray) et
conservés à la température ambiante.
34.2 Spécimens non gynécologiques
Les spécimens non gynécologiques doivent être fixés à l’aide d’un fixateur cytologique (sauf ceux
pour lesquels des analyses spéciales requièrent un état frais). Selon le spécimen, le fixateur utilisé
peut être de l’alcool 50%, de l’alcool 70%, de l’alcool 95% ou encore un fixateur en aérosol
(Cytospray). Les spécimens non gynécologiques étalés sur des lames doivent être conservés à la
température ambiante, tandis que ceux acheminés dans des récipients contenant de l’alcool
peuvent être conservés au réfrigérateur ou à la température ambiante, selon les procédures
établies dans votre centre.
35. Transport
35.1 Transport interne
Les exigences concernant le transport interne des spécimens de cytologie doivent être stipulées
dans une procédure produite par votre centre. La procédure doit notamment indiquer la façon de
transporter les spécimens, les conditions de transport (sur glace, par exemple), délais permis (en
moins d’une heure), toute autre consigne à respecter (acheminer la série ensemble), etc.
35.2 Transport externe
Le centre doit établir des exigences claires pour le transport externe et s’assurer de les transmettre
aux utilisateurs (cliniques, bureaux de médecin, etc.). Les spécimens non gynécologiques
acheminés dans des récipients contenant de l’alcool doivent être soumis aux normes de transport
des marchandises dangereuses de Transport Canada. Il faut également s’assurer que les
procédures décrivent la façon adéquate d’emballer et de transporter ces types de spécimens.
XI. Réception et enregistrement des spécimens
36. Réception des spécimens
La réception des spécimens constitue une étape très importante du processus, puisqu’elle permet
de repérer les non-conformités concernant l’identification (requête et spécimen), la fixation et les
délais. Toute non-conformité observée doit être documentée afin de pouvoir identifier l’étape
fautive et d’ainsi, mettre en place des actions correctives efficaces pour éviter la récurrence de ces
erreurs.
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Page 34
37. Enregistrement
L’enregistrement des requêtes reçues au laboratoire de cytologie peut être fait par le personnel
administratif ou par les cytologistes, selon les règles établies dans votre centre. À cet effet, il faut
s’assurer qu’une description claire des tâches est en place afin de définir le rôle de chaque
intervenant dans le processus.
XII. Coloration
38. Coloration de « Papanicolaou »
La coloration de « Papanicolaou » est la méthode de coloration mondialement adoptée pour la
coloration des spécimens cytologiques. Elle est polychromatique, puisqu’elle contient un colorant
nucléaire  l’hématoxyline  et deux colorants cytoplasmiques  le EA (Éosine Alcool) et l’OG6
(Orange G). Cette coloration permet de distinguer la morphologie cellulaire et d’en évaluer la
maturité et les activités métaboliques.
La coloration nucléaire peut être progressive ou régressive. Le choix de la méthode utilisée dépend
des résultats obtenus et des préférences personnelles du pathologiste et/ou des cytologistes.
 Méthode progressive : Consiste en une coloration continue jusqu’à ce que l’intensité
désirée soit obtenue;
 Méthode régressive : Le spécimen est surcoloré dans l’hématoxyline, puis l’excès de
colorant est retiré par immersion dans un différentiateur (0,25% HCL (acide
chlorhydrique)). Une immersion sous l’eau courante stoppe ensuite la réaction chimique
de décoloration.
Les spécimens gynécologiques et non gynécologiques sont colorés séparément afin d’éviter la
contamination cellulaire interspécimen. Il est recommandé de d’abord colorer les spécimens
gynécologiques, puis les spécimens non gynécologiques. Comme certains spécimens ont
davantage tendance à décoller pendant les étapes de coloration, l’ordre de coloration des
spécimens non gynécologiques est établi selon la nature des spécimens. De sorte que l’ordre de
coloration devrait être le suivant :
1) LCR;
2) Spécimens urinaires;
3) Spécimens de grattage ou brossage;
4) Cytoponctions;
5) Spécimens pulmonaires (expectorations, lavages, BTT);
6) Liquides obtenus par laparotomie ou laparoscopie et liquides de lavages péritonéaux;
7) Liquides d’épanchements (ascite, péricardique, pleural);
8) Autres liquides.
Afin d’optimiser la coloration des spécimens, il est recommandé d’immerger les lames dans l’alcool
95% pendant environ 20 minutes avant de procéder à la coloration comme telle. Cette immersion
permet d’ainsi effectuer un certain nettoyage des fixateurs présents sur les lames (surtout si un
fixateur en aérosol a été utilisé) et d’optimiser par la suite les effets des colorants utilisés.
38.1 Préparation de la coloration de « Papanicolaou »
1) Filtrer tous les colorants utilisés;
2) Bien mélanger le colorant dans la bouteille avant l’utilisation;
3) Sous une hotte chimique, préparer les solutions d’alcool aux pourcentages requis (50%,
70%, 80% 95% et 100%);
4) Sous une hotte chimique, filtrer et/ou remplir les bains de solvant (xylène et/ou toluène);
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5) Toujours sous la hotte chimique :
a. Si la méthode progressive est utilisée : Ajouter de l’acide acétique à 4% à
l’hématoxyline de Harris;
b. Si la méthode régressive est utilisée : Préparer le bain de HCL à 0,25%.
6) Positionner les bains selon la méthode choisie;
7) Mettre les couvercles sur les bains et les retirer juste avant de procéder à la coloration.
38.1.1 PARTICULARITÉS
Tandis qu’il est recommandé d’installer tous les bains de coloration sous une hotte chimique lors
d’une coloration effectuée manuellement, il est conseillé d’utiliser une eau courante tiède pendant
une coloration automatisée.
38.2 Évaluation de la coloration de « Papanicolaou »
Une évaluation de la qualité de la coloration devrait être faite après chaque séquence de coloration
et celle-ci doit faire l’objet d’une documentation.
Colorants & Couleur attendue
Hématoxyline
Noyaux : bleus ou violets foncés
Normes



Le contour nucléaire est bien défini et sa couleur
contraste avec la coloration cytoplasmique;
La chromatine est bien visible;
Les liens interlobulaires des polynucléaires sont
visibles.
OG6
Squames : oranges-jaunes
Cellules kératinisées : oranges
brillantes
 La couleur orangée n’est habituellement pas
visible dans un frottis normal, sauf si des
squames sont présentes.
EA (36, 50 ou 65)
Cellules superficielles : roses
Cellules intermédiaires : bleues
Cellules parabasales : bleues vertes
brillantes


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
Les couleurs rose et verte sont franches;
Le cytoplasme de chaque cellule doit être
translucide;
Les noyaux et les contours cytoplasmiques des
cellules en amas sont distinctement visibles au
travers des cytoplasmes.
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38.3 Coloration progressive
Étape
Produits
Manuelle
Automatisée
1
Alcool 95%
20 minutes
20 minutes avant de procéder
2
Alcool 80%
10 fois
10 secondes
3
Alcool 70%
10 fois
10 secondes
4
Alcool 50%
10 fois
10 secondes
5
10 fois
10 secondes
5 minutes
2 min à 2 min 30 s
7
Eau
Hématoxyline de Harris +
Acide acétique à 4%
Eau
10 fois
20 secondes
8
Eau
10 fois
9
Eau
10 fois
10
10 fois
10 secondes
1 minute
1 minute
12
Alcool 50%
NH4OH à 1,5% dans de l’alcool
70% (eau ammoniacale)
Alcool 70%
10 fois
10 secondes
13
Alcool 80%
10 fois
10 secondes
14
Alcool 95%
10 fois
10 secondes
15
OG6
1 minute
1 minute
16
Alcool 95%
10 fois
20 secondes
17
Alcool 95%
10 fois
10 secondes
18
Alcool 95%
10 fois
19
EA36, EA50 ou EA65*
3 minutes
2 min à 2 min 30
20
Alcool 95%
10 fois
20 secondes
21
Alcool 95%
10 fois
10 secondes
22
Alcool 95%
10 fois
23
Alcool 100%
10 fois
10 secondes
24
Alcool 100%
10 fois
10 secondes
25
Alcool-xylène (ou toluène)
10 fois
10 secondes
26
Xylène (ou toluène)
10 fois
10 secondes
27
10 fois
10 secondes
6
11
28
10 fois
10 secondes
*Noter que certains centres utilisent un mélange 1:1 de EA50 et de EA65.
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38.4 Coloration régressive
Étape
Produits
Manuelle
Automatisée
1
Alcool 95%
20 minutes
20 minutes avant de procéder
2
Alcool 70%
20 fois
1 minute
3
Alcool 50%
20 fois
1 minute
4
Eau courante
1 minute
1 minute
5
Hématoxyline de Harris
3 min 30 s
3 min 30 s
6
Eau courante
30 secondes
30 secondes
7
HCl à 0,25%
4 à 5 secondes
Gynécologique : 1 s
Non gynécologique : 2 s
8
Eau courante
4 minutes
4 minutes
9
Alcool 50%
20 fois
1 minute
10
Alcool 70%
20 fois
1 minute
11
Alcool 95%
20 fois
1 minute
12
OG6
2min30
2 min 30 s
13
Alcool 95%
20 fois
1 minute
14
Alcool 95%
20 fois
1 minute
15
Alcool 95%
20 fois
1 minute
16
EA65*
2 minutes
2 minutes
17
Alcool 95%
2 minutes
2 minutes
18
Alcool 95%
20 fois
1 minute
19
Alcool 100%
2 minutes
2 minutes
20
Alcool 100%
20 fois
1 minute
21
2 minutes
2 à 7 minutes
22
2 minutes
2 à 7 minutes
23
2 minutes
2 à 7 minutes
24
2 minutes
2 à 7 minutes
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Page 38
38.5 Coloration rapide
La coloration rapide est surtout utilisée lors d’une cytoponction. Elle permet d’effectuer une
évaluation quantitative du matériel prélevé avant de libérer l’usager. La durée approximative de
cette coloration est de 4 à 5 minutes.
Étape
Produits
Durée
1
Alcool 70%
5 fois
2
Eau
5 fois
3
Hématoxyline de Harris +
Acide acétique à 4%
1 minute
4
Eau
5 fois
5
Alcool 50%
5 fois
6
NH4OH à 1,5% dans de l’alcool 70% (eau ammoniacale)
10 secondes
7
Alcool 70%
5 fois
8
Alcool 95%
5 fois
9
OG6
5 fois
10
Alcool 95%
5 fois
11
EA36, EA50 ou EA65*
5 fois
12
Alcool 95%
5 fois
13
Alcool 100%
5 fois
14
5 fois
15
10 fois
16
10 fois
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Page 39
38.6 Préparation
« Papanicolaou »
des
produits
pour
la
coloration
de
38.6.1 ALCOOL 95%
Pour obtenir 500 ml d’alcool 95%, mélanger :
 475 ml d’alcool éthylique absolu;
 25 ml d’eau (distillée).
38.6.2 ALCOOL 80%
38.6.3 ALCOOL 70%
38.6.4 ALCOOL 50%
38.6.5 ALCOOL-XYLÈNE (OU TOLUÈNE)
Pour obtenir 500 ml d’alcool-xylène (ou toluène), mélanger :
 250 ml de xylène (ou toluène).
38.6.6 HCL À 0,25%
Pour obtenir 400 ml d’acide chlorhydrique à 0,25%, mélanger :
 399 ml d’eau (distillée);
 1 ml de HCl.
38.6.7 NH4OH À 1,5%
Pour obtenir 400 ml d’hydroxyde d’ammonium (ou eau ammoniacale), mélanger :
 6 ml d’hydroxyde d’ammonium (NH4OH).
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Page 40
38.7 Décoloration
La décoloration est utilisée afin de remédier à certains problèmes de coloration. Il est très important
de respecter toutes les étapes de la décoloration afin d’optimiser la recoloration.
38.8 Décoloration avec des lamelles de verre
Étape
Produits
Durée
1
Jusqu’à ce que la lamelle tombe d’elle-même
2
25 fois
3
25 fois
4
25 fois
5
Alcool–xylène (ou toluène)
10 fois
6
Alcool 100%
10 fois
7
Alcool 100%
10 fois
8
Alcool 95%
10 fois
9
Solution décolorante*
1 minute
10
1 à 2 minutes
11
Alcool 95%
10 fois
12
Alcool 95%
10 fois
*Voir la section 36.8.1 pour la préparation de la solution décolorante
Il est ensuite possible de procéder à la recoloration.
38.8.1 SOLUTION DÉCOLORANTE
Pour obtenir 100 ml de solution décolorante, mélanger :
 5 ml de HCl.
38.9 Décoloration avec lamelle en film
Étape
Produits
Durée
1
Acétone
Jusqu’à ce que le film décolle
2
Alcool 100%
10 fois
3
Alcool 95%
10 fois
4
1 minute
5
Alcool 95%
10 fois
6
Alcool 95%
*Voir la section 36.8.1 pour la préparation de la solution décolorante
10 fois
Il est ensuite possible de procéder à la recoloration.
38.10 Recoloration
Procéder à la coloration de « Papanicolaou » de la façon habituelle.
ACQ 2e édition
Page 41
38.11 Problèmes de coloration
Pendant le processus de coloration, plusieurs colorants et produits chimiques peuvent interagir. Il peut donc survenir divers problèmes souvent décelés au
moment de l’évaluation de la coloration. Bien reconnaître les causes de ces problèmes permet d’agir directement sur la source du problème et d’y remédier.
Liste des problèmes les plus fréquents, leurs causes et des solutions possibles12
Problèmes
Régions non colorées sur la lame
La coloration du noyau est pâle ou les
détails ne sont pas clairement visibles
12
Causes
Solutions
 Le fixateur n’est pas complètement retiré de la
lame
 Laisser les lames dans un bain d’alcool 95% au moins 10 minutes
avant de procéder à la coloration comme telle
 Le fixateur est périmé ou inapproprié
 Approvisionner les clients avec un fixateur approprié
 Déconseiller l’usage de fixatif à cheveux
 Présence d’eau dans le xylène
 Changer le bain de xylène, surtout s’il y a présence de bulles
 Présence d’eau dans le milieu de montage
 Jeter le milieu de montage, surtout s’il y a des gouttelettes au fond
 Du gel lubrifiant recouvre les cellules
 Il est recommandé d’utiliser de l’eau tiède et non un lubrifiant lors du
prélèvement
 Agitation insuffisante dans les bains de
colorants
 Agiter suffisamment les portoirs de lames dans les bains de colorants
 Agitation insuffisante dans les bains de rinçage
 Agiter suffisamment les portoirs de lames dans les bains de rinçage
 L’hématoxyline est périmée
 Toujours vérifier les dates de péremption des produits
 Jeter les produits périmés et en utiliser de nouveaux
 Mauvais lot de colorant
 Le colorant doit être de couleur pourpre foncée
 Ne doit pas contenir de dépôts
 S’il est de couleur rousse, c’est qu’il est oxydé et il faut le changer
 Le colorant est épuisé
 Changer et/ou remplir le colorant régulièrement
 Établir une fréquence selon les évaluations
 Coloration régressive : Le temps de
décoloration est trop long
 Ajuster le temps de décoloration pour le raccourcir
 Coloration progressive : Le temps de coloration
est inapproprié
 Ajuster le temps de coloration
Leopold G. KOSS. Koss’ Diagnostic Cytology and its Histopathologic Bases, 2006, p.1599-1600.
ACQ 2e édition
Page 42
Problèmes
Causes
Solutions
 Coloration régressive : Le pH de l’eau est trop
bas (acide)
 Le pH idéal est légèrement alcalin
 Ajuster le temps de trempage
 Il y a eu séchage du frottis avant la coloration
 Informer les clients de bien fixer les lames après le prélèvement
 Faire parvenir une procédure aux clients, si nécessaire
 Le pH de la solution de NH4OH est < 8 (donc
trop acide)
 Ajuster le pH
 Ajouter du NH4OH
 Rinçage excessif dans l’eau courante
 Réduire le temps de rinçage
 Frottis fixés au Carbowax : Temps de coloration  Augmenter le temps de coloration dans l’hématoxyline
dans l’hématoxyline trop court ou contamination  Changer l’hématoxyline (car peut avoir été contaminée par le
de l’hématoxyline
Carbowax et ainsi, avoir perdu de ses propriétés pénétrantes)
Coloration du noyau trop foncée et
cytoplasme gris
 Dilution de l’hématoxyline causée par un
égouttement insuffisant des portoirs
 Changer l’hématoxyline
 Égoutter davantage les portoirs avant le bain d’hématoxyline
 Réduire la vitesse de la machine
 Coloration régressive : Différentiation trop
longue
 Réduire le temps de différenciation
 Coloration régressive : Concentration du HCl
trop élevée
 Ajouter de l’eau distillée au bain de HCl
 Changer la solution du bain
 Coloration régressive : Mauvais rinçage après
la différentiation
 Augmenter le temps de rinçage
 Agiter suffisamment les portoirs pendant le rinçage
 L’hématoxyline est trop concentrée
 Utiliser l’hématoxyline appropriée
 Le rinçage dans l’eau est inadéquat
 Augmenter le temps de trempage dans l’eau
 Augmenter le débit de l’eau courante
 Le temps de coloration est trop long
 Réduire le temps de coloration
 Coloration régressive : Décoloration inadéquate  Augmenter le temps de la décoloration
 L’étape de bleuissement est inadéquate
ACQ 2e édition
 Coloration progressive : Vérifier le pH de l’eau ou augmenter le
temps de rinçage à l’eau
 Coloration régressive : Allonger le temps de trempage dans la
solution de NH4OH ou ajouter du NH4OH pour en augmenter la
concentration
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Problèmes
Causes
Solutions
 Le frottis contient beaucoup de sang et de
protéines
 Si possible, utiliser un agent cytolytique ou diluer avec une solution
saline avant la fixation
 Coloration régressive : Le temps de
différentiation est trop court
 Augmenter le temps de trempage dans la solution de HCl
 Coloration régressive : Différentiateur pas
assez concentré
 Ajouter du HCl
 Changer la solution de HCl
 Fixation des frottis avec un alcool ou un fixateur  Utiliser un fixateur approprié (alcool 95%)
trop concentré (Carnoy, par exemple)
 Réduire le temps de coloration dans l’hématoxyline
EA ne colore pas les cytoplasmes en bleu
ou vert, et rose
 Présence d’eau dans le bain de rinçage suivant  Changer les bains de rinçage régulièrement (après le passage
le colorant
d’environ 120 lames)
 Le colorant est périmé
 Toujours vérifier les dates de péremption des produits
 Jeter les produits périmés et en utiliser de nouveaux
 Le colorant est de mauvaise qualité
 Retourner au fournisseur lorsque le colorant est frais et que la
coloration est mauvaise
 Le colorant est épuisé
 Changer et/ou remplir le colorant régulièrement
 Établir une fréquence selon les évaluations
 Le temps de coloration est trop court
 Augmenter le temps de coloration dans le EA
 Il y a eu séchage du frottis avant la fixation
 Informer les clients de bien fixer les lames après le prélèvement
 Faire parvenir une procédure aux clients, si nécessaire
 Présence d’une flore à Cocci
 Rinçage insuffisant précédant le colorant
cytoplasmique
RINÇAGE INSUFFISANT SUIVANT LE COLORANT
CYTOPLASMIQUE
 Fixation des frottis avec un alcool ou un fixateur  Utiliser un fixateur approprié (alcool 95%)
trop concentré (Carnoy, par exemple)
Cytoplasmes trop pâles
ACQ 2e édition
 Rinçage excessif dans les bains d’alcool
suivant la coloration cytoplasmique
 Réduire le temps de rinçage
 Colorant de mauvaise qualité
 Retourner au fournisseur
Page 44
Problèmes
Causes
Solutions
 La formulation du EA peut avoir changé
 Ajuster la solution de EA en sachant que le EA50 et 36 contiennent
deux fois plus de teintes vertes que le EA65. Un mélange de colorant
EA peut être approprié
 Essayer un fournisseur différent
 EA50 vs EA65
 EA65 est habituellement utilisé lors d’une coloration régressive
 OG6 de mauvaise qualité
 Retourner au fournisseur
 Très rare, car ce colorant est très stable
 Le temps de coloration est trop court
 Augmenter le temps de coloration dans l’OG6
Les cellules sont trop orangées
 OG6 est trop concentré
 Réduire le temps de coloration dans l’OG6
Détails embrouillés au fort grossissement
 Milieu de montage trop épais
 Utiliser moins de milieu de montage
 Lamelle trop épaisse
 Utiliser exclusivement des lamelles no 1
Présence de « Corn Flakes » ou « Trapped
air »
 Bulles d’air prises au piège à la surface du
frottis, entre le frottis et la lamelle (ou film)
 Il faut démonter, puis remonter la lame (consulter la section 41.3
Démonter une lame pour plus de détails)
Présence de particules non biologiques ou
ne semblant pas appartenir au spécimen du
frottis
 Débris cellulaires dans les colorants
 Filtrer les colorants avant usage ou après les colorations de
spécimens non gynécologiques
 Changer fréquemment les bains de rinçage
 Bien égoutter les portoirs lors des changements de bains
 Débris cellulaires dans le milieu de montage
 Appliquer le milieu de montage sur la lamelle et non sur le frottis
 Changer le milieu de montage selon une fréquence établie et lorsqu’il
y a des sédiments au fond du contenant
Cytoplasmes trop bleus, trop verts ou trop
roses
Les cellules kératinisées ne sont pas
orangées
ACQ 2e édition
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39. Coloration de « Giemsa »
Alors que la coloration de Papanicolaou est une coloration à prédominance nucléaire avec une
différenciation cytoplasmique modeste, la coloration de Giemsa est à la base une coloration
cytoplasmique avec une capacité limitée de coloration nucléaire. C’est pourquoi la coloration de
Giemsa, en association avec la coloration de Papanicolaou, permet de mettre en évidence
certaines composantes pouvant contribuer au processus diagnostic de certains types de
spécimens (sein, thyroïde, etc.).
Il est cependant important de noter que pour procéder à la coloration de Giemsa, les frottis doivent
être préalablement séchés à l’air, plutôt que fixés (contrairement à ce qui est usuel en cytologie).
Étape
Produits
Durée (ou action)
1
Méthanol 100%
10 minutes
2
Solution de travail « Giemsa »
10 minutes
3
Eau
Rincer
4
Eau
Rincer
5
Égoutter
6
Sécher
7
Tremper
Procéder ensuite au montage de la lame de la façon habituelle.
39.1 Préparation des produits pour la coloration de « Giemsa »
39.1.1 SOLUTION PHOSPHATE DE SODIUM
Pour obtenir 500 ml de solution phosphate de sodium, il faut dissoudre à l’aide d’un mélangeur
magnétique :
 5,94 g de sodium de phosphate dibasique anhydre dans;
 500 ml d’eau distillée.
Conserver la solution ainsi obtenue à 4°C.
39.1.2 SOLUTION PHOSPHATE DE POTASSIUM
Pour obtenir 500 ml de solution phosphate de potassium, il faut dissoudre à l’aide d’un mélangeur
magnétique :
 4,54 g de cristaux de phosphate de potassium monobasique dans;
Conserver la solution ainsi obtenue à 4°C.
39.1.3 SOLUTION TAMPON PHOSPHATE (SOLUTION DE TRAVAIL)
Pour obtenir 500 ml de solution tampon phosphate, mélanger :
 10 ml de solution phosphate de sodium;
 90 ml de solution phosphate de potassium;
Ajuster ensuite le pH à 6,7-6,8 en utilisant les solutions de phosphate de sodium et de phosphate
de potassium. Conserver à la température ambiante.
39.1.4 SOLUTION DE TRAVAIL « GIEMSA »
Pour obtenir 50 ml de solution de travail, mélanger :
 45 ml de solution tampon phosphate (solution de travail);
 5 ml de solution « Giemsa » commerciale.
ACQ 2e édition
Page 46
40. Coloration de « Grocott »
Cette coloration, qui est en fait une imprégnation au méthénamine d’argent, est utilisée pour la
mise en évidence des champignons, de la membrane basale, ainsi que de certains organismes
opportunistes.
Cette coloration est habituellement utilisée pour la recherche de Pneumocystis jirovecii
(anciennement Pneumocystis carinii) dans un spécimen de lavage bronchiolo-alvéolaire.
40.1 Préparation de la coloration de « Grocott »
L’ensemble de colorant argent ACCUSTAIN® de la compagnie SIGMA-ALDRICH est suggéré.
 Réactif de méthénamine argentique*;
 Solution d’acide périodique*;
 Solution de chlorure d’or*;
 Solution de thiosulfate de sodium*;
 Solution de borax*;
 Colorant vert lumière;
 Coplin de verre;
 Coplin de plastique avec couvercle;
 Entonnoir en verre;
 Pinces en plastique;
 Filtres en papier;
 Bécher de 300 ml;
 Couvercle en verre;
 Chronomètre;
 Bain de verre;
 Support à lames en verre;
 Cylindre gradué;
 Pipette de transfert de 15 ml;
 Pipette graduée de 15 ml;
 Bains de coloration;
 Four à micro-ondes;
 Agitateur magnétique;
 Matériel pour le montage des lames;
 Alcool 85%;
 Alcool 95%;
 Alcool 100%;
 Alcool-xylène;
 Xylène.
*Est contenu dans l’ensemble de colorant argent ACCUSTAIN®.
40.1.2 PRÉPARATION DE LA SOLUTION DE MÉTHÉNAMINE D’ARGENT
Dans un bécher, mélanger  à l’aide d’un agitateur magnétique  jusqu’à dissolution complète :
 100 ml d’eau distillée;
 8 ml de borax;
 1 flacon de méthénamine argentique.
Filtrer ensuite 40 ml de cette solution dans un coplin de plastique.
40.1.3 ÉTAPES
1) Préparer deux (2) lames en suivant la procédure de préparation des lavages bronchioloalvéolaires pour le décompte différentiel (consulter la section 13.2 pour plus de détails);
ACQ 2e édition
Page 47
2) Préparer une lame témoin (consulter la section 40.2 Préparation de lames témoins pour
plus de détails). Ne pas oublier de déparaffiner la lame témoin avant de procéder à la
coloration, s’il y a lieu;
3) Mettre les lames sur le couvercle de verre et les recouvrir d’acide périodique. Laisser
tremper pendant 5 minutes;
4) Retirer les lames et les rincer dans 6 bains d’eau distillée;
a. Il est possible d’utiliser un (1) seul bain pour lequel l’eau est changée 6 fois
pendant le rinçage.
5) Chauffer la solution de méthénamine d’argent pendant 45 secondes au four à micro-ondes;
6) Placer les lames dans la solution de méthénamine d’argent chauffée pendant 2 minutes;
7) Rincer 10 fois dans un bain d’eau distillée;
8) Remettre les lames dans le coplin contenant la solution de méthénamine d’argent avec le
couvercle seulement déposé (et non vissé) et chauffer pendant 20 secondes;
9) Placer les lames dans un bain d’eau distillée pendant 2 minutes;
10) Remettre les lames dans le coplin contenant la solution de méthénamine d’argent avec le
couvercle seulement déposé (et non vissé) et chauffer pendant 15 secondes;
11) Placer les lames dans un bain d’eau distillée pendant 2 minutes;
13) Mettre les lames sur le couvercle de verre et les recouvrir de la solution de chlorure d’or.
Attendre 30 secondes;
15) Mettre les lames sur le couvercle de verre et les recouvrir de la solution de thiosulfate de
sodium. Laisser agir pendant 2 minutes;
16) Retirer les lames et les rincer à l’eau courante pendant 5 minutes;
17) Mettre les lames sur le couvercle de verre et les recouvrir de colorant vert lumière (pour la
contre-coloration). Attendre 45 secondes;
18) Déshydrater les lames en les faisant passer successivement dans les bains suivants :
a. Alcool 85%;
b. Alcool 95%;
c. Alcool 100%;
d. Alcool-xylène;
e. Xylène.
19) Procéder au montage des lames.
40.1.4 INTERPRÉTATION
Les microorganismes mis en évidence devraient être marron violacé à noirs.
40.1.5 MESURES ET PRÉCAUTIONS SPÉCIALES
 Les réactifs doivent être à la température ambiante avant de commencer la coloration;
 Si le borax est conservé au réfrigérateur, dissoudre les cristaux avant son utilisation;
 Éviter que la solution de méthénamine d’argent ne soit en contact avec le métal;
 Ne jamais utiliser de pinces en métal;
 Ne jamais réutiliser une solution méthénamine d’argent ayant déjà servi.
Pour plus de détails, consulter le dépliant de l’ensemble de colorant ACCUSTAIN® ou celui de
l’ensemble de colorant utilisé dans votre centre.
40.2 Préparation de lames témoins
Il est possible de fabriquer des lames témoins à partir d’un spécimen de culture de Candida
albicans.
 Centrifugeuse;
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Page 48







Cytocentrifugeuse;
Matériel à cytocentrifugation (filtre, support, chambre à spécimen, bouchon, etc.);
Culture (liquide) de Candida albicans;
Tubes coniques de 15 ml;
Pipettes jetables (pipettes Pasteur);
Lames (environ 12);
Carbowax.
40.2.2 ÉTAPES
1) Ajouter du Carbowax à la culture de Candida pour un ratio 1:1 :
2) Verser dans des tubes coniques;
4) Laisser reposer les tubes quelques minutes;
5) Décanter;
6) À l’aide d’une pipette jetable, remettre en suspension par bouillonnement;
7) Ajouter environ 8 ml de Carbowax à chacun des tubes;
8) À l’aide d’une pipette jetable, mélanger par bouillonnement;
9) Effectuer un examen microscopique à l’état frais afin de s’assurer d’une quantité suffisante
de champignons ou de levures;
10) Identifier les lames en y inscrivant « Témoin champignon »;
11) Procéder à l’assemblage des lames pour la cytocentrifugation;
14) Laisser sécher les lames à plat complètement avant de les ranger pour usage ultérieur.
41. Montage des lames
Le montage des lames en cytologie consiste à apposer, de façon manuelle ou automatisée, une
lamelle en verre ou en film sur les frottis cytologiques étalés et colorés. Cette étape permet
d’assurer une protection contre la décoloration et la détérioration causée par l’air (oxydation), en
plus de protéger le frottis contre les multiples manipulations13. De plus, les lames ainsi montées
permettent une observation microscopique optimale à cause de la similitude de l’index de réfraction
entre la lame (montée) et l’objectif du microscope.
Bien qu’il existe différents types de milieux de montage, nous utilisons généralement les milieux
de montage résineux en cytologie. Plus précisément, ceux issus de résines de synthèse (de type
Eukitt, par exemple).
41.1 ÉTAPES : MONTAGE MANUEL
1) Mettre des gants de nitrile;
2) Sous une hotte chimique, tremper la lame à monter dans le xylène (ou toluène);
a. Ceci permettra de solubiliser la résine et de favoriser un étalement uniforme de
celle-ci sur la lame.
3) Déposer une goutte de milieu de montage sur la lamelle;
4) Apposer la lamelle sur la partie de la lame présentant le frottis.
13
http://collections.banq.qc.ca/ark:/52327/bs2120017
ACQ 2e édition
Page 49
41.2 Problèmes de montage
Problèmes
Présence de zones opaques
Présence de bulles
Causes
 Présence d’eau dans le
milieu de montage ou le
xylène
 Présence d’air lors du
montage
 Présence de « Corn flakes »
à cause d’un frottis trop
épais
Solutions
 Changer le milieu de
montage ou le xylène
 S’assurer de bien presser la
lamelle lors du montage
 Démonter la lame, ôter un
peu de spécimen en
grattant, puis remonter la
lame
41.3 Démonter une lame
1) Retirer la lamelle en verre ou en film;
a. Si la lame est montée avec une lamelle en film : Tremper la lame dans l’acétone
pendant 2 minutes ou jusqu’à ce que le film décolle facilement;
b. Si la lame est montée avec une lamelle en verre : Tremper la lame dans le xylène
jusqu’à ce que la lamelle se détache par elle-même.
2) Laisser tremper la lame dans le xylène (ou dans un mélange xylène-acétone) pendant 2
minutes, puis gratter doucement l’excédent de matériel à l’aide d’une lamelle de verre;
3) Laisser tremper la lame dans le xylène pendant 2 minutes;
4) Procéder au montage de la lame de la façon habituelle.
XIII.
Immunohistochimie14
42. L’immunohistochimie
L’immunohistochimie est l’utilisation d’anticorps spécifiques pour la détection d’antigènes présents
dans ou sur les cellules biologiques. Elle permet donc une identification morphologique par le biais
de marqueurs spécifiques qui offrent ainsi une plus grande sensibilité d’identification. Il est
important de savoir que l’immunohistochimie ne permet pas de confirmer la malignité des cellules,
mais uniquement leur origine.
Les techniques d’immunohistochimie peuvent être effectuées sur des lames provenant de :
 Bloc cellulaire;
 Frottis étalé;
 Cellules collectées à l’aide d’un filtre;
 Spécimen en milieu liquide.
42.1 Les marqueurs tissulaires
42.1.1 M ARQUEURS ÉPITHÉLIAUX
 CK (CytoKératines);
 AE1/AE3;
 MAK-6;
 CAM5.2;
 EMA (Epithelial Membrane Antigen);
 CEA (CarcinoEmbryonic Antigen);
 B72.3;
 Leu M1;
 CD15;
 BerEP4;
14
Koss, L. G. 2006. Koss’ Diagnostic Cytology and its Histopathologic Bases, p.1644-1671
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Page 50





MOC-31;
CA125;
CA19-9;
CA15-3;
TTF1 (Thyroid Transcription Factor-1) (marqueur épithélial sélectif).
42.1.2 M ARQUEURS MÉSENCHYMATEUX
 Vimentine (VIM);
 Desmine (DES);
 Actine (ACT);
 Alpha-1-antitrypsine;
 CD68;
 S100;
 Leu 7;
 Bcl-2;
 CD99;
 CD117.
42.1.3 M ARQUEURS LYMPHOÏDES15
 CD45 (tous les types de lymphocytes);
 Lymphocytes B :
o CD10 (marque des sous-groupes des lymphocytes B et T);
o CD19;
o CD20;
o CD22;
o CD23 (marque un sous-groupe de lymphocytes B);
o CD45RA;
o CD74;
o CD79a;
o Cycline D1.
 Lymphocytes T :
o CD3;
o CD4;
o CD5 (marque aussi un sous-groupe de lymphocytes B);
o CD7;
o CD43 (marque aussi un sous-groupe de lymphocytes B).
 Cellules de Reed-Sternberg (maladie de Hodgkin) :
o CD15;
o CD30.
 Marqueurs des chaînes légères kappa () et lambda ().
42.1.4 M ARQUEURS NEUROENDOCRINIENS
 NSE (Neuron-Specific Enolase);
 Chromogranine;
 Synaptophysine;
 Calcitonine;
 Somatostatine;
 Leu 7(CD57).
42.2 Marqueurs usuels pour la détection de certains types de
cancers
42.2.1 ADÉNOCARCINOME DU SEIN
 ER (+) (œstrogène);
 PR (+) (progestérone);
15
https://www.labcorp.com
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


GCDFP15 (+);
CK7 (+);
CK20 (-).
42.2.2 MÉSOTHÉLIOME
 Thrombomoduline (+)
 CK5/6 (+);
 Calrétinine (+);
 N-Cadherine (+);
 CD44S (+);
 HMBE-1 (+);
 WT1 (+) (négatif pour les adénocarcinomes);
 CK20 (-);
 CEA (-);
 B72.3 (-);
 BerEP4 (-);
 CD15 (Leu M1) (-);
 MOC-31 (-);
 CA19-9 (-);
 TTF-1 (-).
42.2.3 THYROÏDE
 TTF1 (+);
 Thyroglobuline (+) (papillaire);
 Calcitonine (+) (médullaire);
 Chromogranine (+) (médullaire);
 CK7 (+);
 CK20 (-).
42.2.4 POUMON
 CEA (+);
 TTF-1 (+);
 CK7 (+) (sauf si carcinome épidermoïde ou à petites cellules);
 CK 20 (-).
42.2.5 CARCINOME À PETITES CELLULES
 NSE (+);
 CD56 (+);
 Chromogranine (+);
 Synaptophysine (+);
 TTF1 (+).
42.2.6 OVAIRE
 CA125 (+);
 ER (+);
 PR (+);
 CK7 (+);
 CK 20 (+) (sauf si non-mucineux);
 CEA (-).
42.2.7 MÉLANOME
 S100 (+) (très sensible, mais peu spécifique);
 VIM (+);
 HMB45 (+);
 MART-1 (+);
 Melan A (+).
ACQ 2e édition
Page 52
42.2.8 PROSTATE
 PSA (+) (Prostate Specific Antigen);
 PAP (+) (Prostatic Acid Phosphatase);
 CK7 (-);
 CK20 (-).
42.2.9 ADÉNOCARCINOME COLORECTAL
 CEA (+);
 EMA (+);
 CD19-9 (+);
 B72.3 (+);
 CA15-3 (+);
 CK20 (+);
 CK7 (-).
42.2.10 SARCOME
 VIM (+);
 ACT (+);
 DEs (+);
 S100 (+);
 Bcl-2 (+);
 CD31 (+);
 CD34 (+);
 CD68 (+).
42.2.11 ENDOMÈTRE
 VIM (+);
 CK7 (+);
 CK20 (-) (sauf si adénocarcinome mucineux).
42.2.12 REIN
 RCC (+);
 VIM (+);
 CD10 (+);
 EMA (+);
 CD15-3 (+).
Les marqueurs énumérés ci-dessus sont présentés à titre indicatif et peuvent varier en fonction du
centre, selon les préférences des pathologistes, les disponibilités des fournisseurs, la réactivité de
certains anticorps, etc.
XIV. Étiquetage des lames
Lorsque les lames sont montées et séchées, une étiquette d’identification est apposée sur chaque lame.
L’étiquette doit contenir un numéro univoque attribué au spécimen16 et correspondant au nom du
patient, ainsi qu’aux informations contenues sur la requête.
Les lames gynécologiques prioritaires (traitement urgent), ainsi que les spécimens non gynécologiques
sont séparés équitablement entre les cytologistes présents. Les lames gynécologiques de routine sont
empilées et entreposées dans un endroit désigné.
Toutes les lames doivent être analysées au microscope par un cytologiste.
http://www.cap-acp.org/cmsUploads/CAP/File/directives_pratique-qualitecytophathologie2005.pdf
16
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XV. Charge de travail
La charge de travail est associée à la quantité de lames qu’un cytologiste doit examiner
quotidiennement. C’est le pathologiste, l’assistant-chef et/ou le coordonnateur technique qui est en
mesure de limiter le nombre de lames à produire tous les jours. Il est important que cette quantité soit
établie au regard des tâches connexes du cytologiste et non seulement pour des considérations
économiques et de productivité.
Un cytologiste ne devrait pas examiner plus de 45 à 55 lames de cytologie par journée de travail de
7 heures17.
Voici quelques raisons pour lesquelles un cytologiste devrait voir sa charge de travail réduite ou ajustée,
suivant les circonstances atténuantes qui diminuent le temps normalement réservé à la lecture de
lames :

Le cytologiste peut être appelé à se déplacer pour aller assister à des prélèvements par
cytoponction dans d’autres secteurs d’activités (radiologie, clinique externe, salle d’opération, etc.);

Certains cytologistes, avec une expérience reconnue, peuvent être appelés à faire de
l’enseignement à l’école de cytologie ou à l’intérieur du laboratoire;

Dans certains laboratoires de cytologie, ce sont les cytologistes qui effectuent la cytopréparation
des spécimens non gynécologiques, ainsi que la coloration et le montage des lames;

Dans certains cas, un cytologiste peut être affecté à des tâches administratives, à de l’archivage,
à l’émission de rapports, à la relance des cas anormaux, ainsi qu’aux différents comités inhérents
à la pratique de cytologie.
XVI. Analyse microscopique
L’analyse microscopique est effectuée par un cytologiste. Un cytodiagnostic est émis pour chaque
spécimen. Il est impératif que chaque cytologiste ait l’occasion de poser des cytodiagnostics sur
une variété importante de spécimens non gynécologiques et gynécologiques. Cette variété permet
au cytologiste de maintenir une expertise et une compétence diagnostique adéquate.
Dans le but d’émettre un cytodiagnostic juste et précis, le cytologiste doit être en mesure d’accéder
et d’obtenir de l’information et des renseignements cliniques pertinents auprès des cliniciens, des
archives médicales et de tous les autres professionnels de la santé concernés.
La consultation entre collègues de travail est une pratique diagnostique fréquemment utilisée.
Lorsqu’un cytologiste doit émettre un cytodiagnostic sur un cas rare ou difficile, il est profitable de
consulter un autre cytologiste plus expérimenté avant de référer le cas au pathologiste. Tous les
cas difficiles ou problématiques doivent être revus par un pathologiste. Il incombe au pathologiste
d’émettre le diagnostic final pour ces cas.
XVII. Terminologie
La terminologie préconisée en cytologie gynécologique repose sur le système Bethesda. Cette
nomenclature est utilisée par tous les laboratoires de cytologie au Québec et inclut l’évaluation de
la qualité du spécimen et le cytodiagnostic.
17
http://www.cap-acp.org/cmsUploads/CAP/File/directives_pratique-qualite-cytophathologie2005.pdf
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Des recommandations de suivi peuvent être émises et incluses au rapport final. Il peut s’agir d’un
simple rappel, d’un contrôle, d’une colposcopie ou d’une intervention gynécologique plus poussée.
L’implantation des recommandations doit être appliquée en collaboration avec le pathologiste et
les intervenants impliqués dans le processus d’analyse cytologique.
XVIII. Cytodiagnostic
43. Définition d’un cytodiagnostic
Méthode de diagnostic servant à révéler la présence de cellules anormales ou cancéreuses. Cette
méthode est fondée sur l’examen microscopique de cellules prélevées sur le corps humain par
ponction, brossage ou frottis, dans un but de prévention, de thérapie ou de recherche.
Le cytodiagnostic est un acte professionnel accompli exclusivement par un cytologiste ou un
pathologiste. Seule une formation spécialisée concentrée sur l’étude de la cellule et de ses
anomalies peut protéger adéquatement le public.
Le cytodiagnostic demeure toutefois une interprétation subjective des anomalies d’un échantillon
et doit être considéré dans un contexte multidisciplinaire en concordance avec des données
histologiques, radiologiques ou relevant de l’examen clinique.
44. Cas référés au pathologiste
Chaque laboratoire de cytologie possède une procédure identifiant les cas à référer au
pathologiste. Tous les cas présentant des cellules anormales représentatives d’un processus
pathologique doivent être soumis au pathologiste.
Le cytologiste émet un cytodiagnostic initial sur tous les frottis gynécologiques, non gynécologiques
et les blocs cellulaires montrant des cellules anormales. Ces cellules doivent être marquées ou
encerclées afin de s’assurer qu’elles seront repérées et identifiées par le pathologiste afin d’être
considérées lors de l’émission du diagnostic final.
45. Validation des résultats
Bien que pouvant différer d’un centre à l’autre, les rapports finaux des frottis gynécologiques
normaux, satisfaisants ou non, peuvent habituellement être finalisés et validés par le cytologiste.
Les rapports finaux des frottis gynécologiques anormaux, ainsi que les frottis non gynécologiques
négatifs, atypiques et positifs doivent être finalisés et validés par le pathologiste.
46. Le rapport final
Le rapport final doit contenir toutes les informations cliniques fournies par le médecin, le
cytodiagnostic, les noms du cytologiste et du pathologiste, la signature (qui peut être électronique)
du pathologiste ayant finalisé le cas, ainsi que la date d’émission du rapport.
Le cytodiagnostic inscrit au rapport final doit être clair et indiquer l’anomalie la plus sévère du cas;
les autres anomalies peuvent être décrites dans la partie microscopique ou le commentaire.
D’autres renseignements  tels qu’une recommandation de suivi  peuvent aussi être ajoutés au
rapport final, selon la pratique du laboratoire, en collaboration avec les intervenants-clés impliqués.
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47. Le rapport complémentaire
Le rapport complémentaire annule tout autre rapport émis antérieurement et correspondant au
même numéro. Ce nouveau rapport doit mentionner clairement les changements apportés au
rapport original. Une copie du rapport initial et une copie du rapport complémentaire doivent être
jumelées et conservées pour consultation ultérieure.
XIX.Contrôle de la qualité
48. Contrôle interne
Le travail de cytologiste requiert beaucoup de concentration et de précision pour la formulation de
cytodiagnostics. Le contrôle de la qualité commence donc nécessairement par une révision de
lame. Cette révision permet de s’assurer de la qualité et de la précision du diagnostic originalement
émis. Bien qu’un contrôle effectué par tamisage (ou échantillonnage) soit généralement utilisé, un
contrôle effectué sur tous les cas négatifs peut permettre d’éviter l’émission d’un résultat
faussement négatif. Il est à la discrétion de chaque laboratoire de choisir le mode de contrôle qui
lui convient. Néanmoins, quel que soit le contrôle effectué, celui-ci doit être documenté.
48.1 Modes de contrôle
Comme mentionné précédemment, plusieurs modes de contrôle sont possibles pour le contrôle
des frottis gynécologiques en cytologie. Toutefois, les plus utilisés sont les suivants :
 Contrôle par tamisage (ou échantillonnage) : Relecture totale de 10% de l’ensemble des
lames ayant un diagnostic négatif (normal);
 Contrôle à 100% : Relecture rapide de toutes les lames ayant un diagnostic négatif
(normal);
 Pré-contrôle : Lecture rapide de toutes les lames qui arrivent au laboratoire de cytologie
afin de départager d’emblée les lames de routine des lames présentant des anomalies ou
possiblement, une lésion.
48.1.1 CONTRÔLE PAR TAMISAGE (OU ÉCHANTILLONNAGE)
Malgré le fait que cette méthode soit de plus en plus remise en question quant à sa valeur de
détection de faux négatifs, elle demeure toutefois un excellent moyen d’uniformiser la pratique à
l’intérieur d’un laboratoire.
La révision des lames doit être effectuée avant l’émission du rapport final, puisque les cas jugés
suspects après révision doivent être acheminés au pathologiste.
Une sélection aléatoire de 10 % des frottis jugés négatifs est effectuée sur l’ensemble des frottis
gynécologiques jugés négatifs émis quotidiennement. Idéalement, la sélection devrait provenir de
5 % des frottis de routine jugés négatifs et de 5 % des frottis prioritaires jugés négatifs.
48.1.2 CONTRÔLE À 100%
La relecture rapide est une autre façon de procéder qui est de plus en plus préconisée par les
laboratoires de cytologie.
Ce type de contrôle consiste à réexaminer partiellement tous les frottis gynécologiques négatifs en
se déplaçant selon un trajet préétabli sur la lame pendant 30 à 60 secondes. En Grande-Bretagne,
des essais ont démontré que les bords des lames doivent faire partie du trajet de relecture, car
c’est souvent à cet endroit que les cellules atypiques sont le plus susceptibles de nous échapper 18.
Les frottis sont examinés à une vitesse de lecture normale, les champs étant tout simplement plus
distancés. Lorsque des cellules anormales sont détectées, une relecture complète de la lame
18
1995 Blackwell Science Ltd, Cytopathology, 6:376-387.
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s’impose. La relecture des lames doit être effectuée avant l’émission du rapport final, puisque les
cas jugés suspects après révision doivent être acheminés au pathologiste.
48.1.3 PRÉ-CONTRÔLE
Bien qu’encore peu répandu, le pré-contrôle est un mode de contrôle très apprécié dans les centres
qui l’utilisent.
Le pré-contrôle consiste à effectuer un examen rapide de tous les frottis gynécologiques reçus par
le laboratoire de cytologie, sans égards au fait que les frottis soient classés « routine » ou
« prioritaire ». Le trajet de lecture consiste au contour de la lame, suivi de larges zigzags, pour une
durée totale d’environ 30 secondes. Si une lame ne semble présenter aucune anomalie, un rapport
de pré-contrôle normal est produit, la lame est alors classée « routine » ou « normale » et est lue
à la suite des autres lames classées pareillement. Si pendant la lecture rapide une anomalie ou
même une lésion est observée, un rapport de pré-contrôle positif est produit, la lame est classée
« prioritaire » et elle est placée à la suite des autres lames classées « prioritaires ». À la fin de la
journée, les cas sont traités comme suit :
Résultat au pré-contrôle
Négatif ou normal
Négatif ou normal
Résultat du cytodiagnostic
Négatif ou normal
Anomalie ou lésion
Anomalie ou lésion
Négatif ou normal
Action à prendre
Aucune
Envoyer la lame au pathologiste
Révision de la lame par la
personne ayant effectué le précontrôle. Celle-ci peut conserver
son diagnostic initial ou le
modifier. Dans les deux (2) cas,
la lame est envoyée au
pathologiste
48.2 Révision des frottis antérieurs à un frottis positif19
L’Association Canadienne des Pathologistes recommande que pour un cas où un diagnostic de
lésion malpighienne intraépithéliale de haut grade (HSIL ou LIHG) ou plus, ou d’adénocarcinome
in situ (AIS) est posé, tous les frottis gynécologiques interprétés négatifs des trois années
précédentes (de cette patiente) doivent être révisés par un cytologiste, puis référés au pathologiste.
Si un diagnostic révisé est suffisamment important pour affecter le suivi thérapeutique du patient,
un rapport complémentaire doit être produit. Toutes les informations relatives au(x) frottis
antérieur(s) révisé(s) doivent être notées et toutes les actions correctives entreprises doivent être
consignées.
48.3 Corrélation cytopathologique
La corrélation cytopathologique consiste à s’assurer de la cohérence entre les diagnostics
cytologique (effectué à partir d’un frottis sur lame) et pathologique (établi à partir d’une coupe
histologique). Lorsqu’un écart significatif est observé entre ces deux diagnostics, on parle alors de
discordance ou de non-corrélation cytopathologique. Il est à la discrétion de chaque laboratoire de
déterminer le degré de divergence acceptable.
Lorsqu’une divergence inacceptable est constatée, la lame cytologique doit faire l’objet d’une
révision. Toutes les révisions de lames et les actions correctives entreprises doivent être
consignées. Généralement, un diagnostic cytologique initial est considéré comme étant un « faux »
lorsqu’il y a deux niveaux de différence entre l’évaluation initiale et le diagnostic révisé (frottis
normal vs bas grade, par exemple). Il faut également savoir que la biopsie (si correctement
effectuée) est la meilleure technique pour déterminer le degré exact de la lésion.
http://www.cap-acp.org/cmsUploads/CAP/File/directives_pratique-qualitecytophathologie2005.pdf
19
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48.3.1 UN « FAUX NÉGATIF »
Se dit d’un frottis ayant un diagnostic négatif et pour lequel, à la révision, des anomalies sont
observées. Un tel frottis a donc été interprété faussement négatif. L’atypie reliée à l’inflammation
ou à la découverte de micro-organismes ne constitue pas une erreur significative, sauf si le virus
de l’herpès est en cause.
48.3.2 UN « FAUX POSITIF »
Se dit d’un frottis ayant un diagnostic positif et qui, à la révision, ne permet pas de conclure à la
présence de lésion. Un tel frottis a donc été interprété faussement positif. Le frottis peut présenter
des cellules difficiles à interpréter, mais qui, à la lumière de l’ensemble des données disponibles,
seront considérées comme ayant été surévaluées à la lecture initiale. Le cytodiagnostic sera donc
évalué à la baisse et paraphé par le pathologiste correcteur initial. La rigueur est de mise avant de
décider de modifier un diagnostic à la baisse.
49. Contrôle externe20
Tous les laboratoires de cytologie doivent s’inscrire à un contrôle de qualité externe afin de se
conformer aux normes d’Agrément Canada. Depuis septembre 2010, les laboratoires doivent – en
plus du contrôle interne de qualité – participer à des contrôles externes de qualité, notamment ceux
offerts par le Laboratoire de santé publique du Québec (LSPQ).
XX. Mesures de sécurité
Tous les laboratoires doivent posséder un manuel de règles et de mesures de sécurité mis à jour
régulièrement. Tout le personnel doit connaître les règles de sécurité et les appliquer. Les mesures
de sécurité mises en place visent à protéger le personnel des dangers physiques, chimiques et
biologiques.
50. Équipement de protection individuelle (ÉPI)
L’équipement de protection individuelle (ÉPI) doit être utilisé lors des manipulations de spécimens
et de produits chimiques. Il est impératif de s’assurer que les ÉPI soient disponibles, et ce, en
quantité suffisante dans le laboratoire. L’emplacement des ÉPI doit être connu de tout le personnel.
50.1 M ATÉRIEL CONSTITUANT L’ÉPI
 Sarrau;
 Gants;
 Masque;
 Lunettes de protection.
51. Hotte chimique vs enceinte à sécurité biologique (ESB)
La hotte chimique est utilisée lors de la manipulation et la préparation de produits chimiques. Tous
les produits chimiques doivent être utilisés sous une hotte. Quant aux spécimens, ils ne doivent
pas être utilisés sous une hotte chimique, puisque celle-ci n’assure aucune protection contre les
aérosols biologiques.
L’enceinte de sécurité biologique (ESB) est utilisée pour la manipulation de spécimens à haut
risque de contagion ou lors de manipulations de spécimens biologiques pouvant produire des
aérosols. Aucun produit chimique ne doit être manipulé sous une ESB, car les vapeurs de ces
produits peuvent détériorer les filtres HEPA qui sont conçus pour filtrer les particules biologiques
et non les vapeurs chimiques.
20
http://www.msss.gouv.qc.ca/professionnels/biologie-medicale/qualite
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52. Équipements d’urgence
L’emplacement des équipements d’urgence, ainsi que la façon de les utiliser, doit être connu de
tout le personnel et doit faire l’objet d’une procédure de laboratoire. Il faut également s’assurer que
l’emplacement des équipements d’urgence soit bien identifié.
52.1 M ATÉRIEL CONSTITUANT LES ÉQUIPEMENTS D’URGENCE
 Plan d’évacuation;
 Alarmes;
 Extincteurs;
 Douches oculaires;
 Douches d’urgence;
 Couvertures anti-feu.
53. Mesures d’urgence
Chaque établissement possède un plan des mesures d’urgence. Ce plan doit être connu de tout le
personnel (codes de couleur, codes téléphoniques, etc.). Tout le personnel doit être en mesure
d’agir efficacement selon la mesure d’urgence évoquée.
54. Système
général harmonisé (SGH)2122 (anciennement SIMDUT)
Tous les produits chimiques utilisés dans le laboratoire doivent se conformer aux règles de
l’approche internationale du système général harmonisé de classification et d’étiquetage des
produits chimiques (SGH) utilisés au travail (anciennement le Système d’Identification des Matières
Dangereuses utilisées au Travail ou SIMDUT). Le SGH a été adopté dans le but d’harmoniser
mondialement les critères de classification des produits chimiques selon leurs dangers physiques
pour la santé et leurs dangers environnementaux, ainsi que les exigences relatives aux
renseignements sur les dangers figurant sur les étiquettes et dans les fiches de données de
sécurité. Au Canada, en synchronisation avec les États-Unis, la mise en œuvre du SGH devra être
complétée au plus tard pour juin 2015.
Au laboratoire, cela signifie que tout le personnel doit connaître et respecter les règles établies
quant au transport, à l’utilisation sécuritaire, à l’entreposage et à l’identification des produits
chimiques, et les informations relatives à ces règles doivent être disponibles et facilement
accessibles à tout le personnel.
55. Élimination des déchets23
Chaque établissement possède des règles de gestion des déchets que tout le personnel doit
connaître et appliquer. Ces règles doivent porter sur le triage des déchets et le respect du
règlement sur les déchets biomédicaux, l’utilisation des contenants appropriés et l’entreposage des
déchets de façon sécuritaire. Il faut également y inclure les normes établies quant à la récupération
(papier et plastique), ainsi que le déchiquetage des documents contenant une identification
personnalisée.
http://www.hc-sc.gc.ca/ewh-semt/occup-travail/whmis-simdut/ghs-sgh/index-fra.php
http://www.actionplan.gc.ca/fr/page/rcc-ccr/conseil-canada-etats-unis-de-cooperation-matiere
23http://www2.publicationsduquebec.gouv.qc.ca/dynamicSearch/telecharge.php?type=3&file=/Q_
2/Q2R12.htm
21
22
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56. Bonnes pratiques de laboratoire
Les bonnes pratiques de laboratoire sont des règles de base qui doivent être rigoureusement
appliquées afin d’éviter les erreurs et les accidents.
56.1 RÈGLES À RESPECTER
 Ne jamais boire, manger ou entreposer des boissons ou de la nourriture dans une aire de
laboratoire;
 Porter l’équipement de protection individuelle requis;
 Porter des chaussures fermées à semelles antidérapantes;
 Attacher les cheveux longs;
 Éviter de porter les doigts ou des objets à la bouche ou aux yeux;
 Respecter toutes les règles de sécurité;
 Avoir une solution désinfectante accessible pour la décontamination des surfaces de
travail;
 Jeter les déchets biologiques dans les poubelles appropriées;
 Jeter tout matériel brisé afin d’éviter des blessures;
 Toujours identifier correctement les spécimens et les échantillons;
 Toujours identifier correctement le matériel et les produits utilisés;
 Maintenir à jour les procédures techniques;
 Maintenir à jour la formation du personnel.
57. Réduction des risques de contamination croisée
Afin de réduire les risques de contamination croisée au laboratoire de cytologie, on doit respecter
les règles suivantes :
 Toujours travailler sur une surface propre;
 Remplacer les serviettes souillées;
 Changer régulièrement de gants;
 Maintenir les boites de lames fermées;
 Manipuler les lames par la portion dépolie;
 Éviter tout contact entre les frottis.
XXI.Ergonomie et environnement
L’ergonomie est la science faisant l’étude et la recherche de l’organisation méthodique du travail
et de l’aménagement de l’équipement en fonction des possibilités de l’individu. En ce qui concerne
les cytologistes, l’ergonomie se traduit par la position et les équipements de travail liés à
l’observation au microscope.
58. La position de travail
La lecture de lames au microscope entraîne une position assise et statique pour les cytologistes.
Ce type de positionnement peut entraîner, avec le temps, des malaises musculo-squelettiques
importants. C’est pourquoi il est recommandé de se lever à intervalles réguliers et d’effectuer de
petits exercices pendant la position assise (rotation des chevilles et des épaules, étirement des
bras, etc.). Des ajustements et des adaptations du poste de travail sont néanmoins souvent requis
afin de limiter les inconforts causés par une position statique.
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59. Équipements de travail
Plusieurs équipements peuvent contribuer au maintien idéal d’une position de travail confortable,
et ce, même lorsque celle-ci est statique. Ces équipements doivent être de bonne qualité et bien
ajustés au cytologiste afin de limiter les inconforts et les malaises pouvant en résulter.
59.1 La chaise de travail
La chaise de travail est un élément important du travail au microscope. Une chaise mal ajustée et
non appropriée au cytologiste peut être la première source de plusieurs malaises. Ceux-ci peuvent
notamment occasionner un stress et des douleurs musculaires au niveau du cou, des épaules et
du dos. L’ajustement adéquat de la chaise est donc à la base d’une bonne position de travail.
59.1.1 AJUSTEMENT DE LA CHAISE
L’assise de la chaise doit être appropriée à l’utilisateur de façon à ce qu’il ne ressente aucune
pression à l’arrière des cuisses.
La hauteur du siège est déterminée de façon à ce que l’angle de la jambe – au niveau du genou –
soit de 90º et que l’utilisateur ne ressente aucune pression au niveau de l’articulation située sous
le genou. Souvent, afin d’obtenir un angle idéal, il faudra avoir recours à un repose-pied.
Le dossier doit être ajusté de façon à ce que la partie lombaire du dos de l’utilisateur soit bien
supportée. Afin de s’assurer d’un support adéquat, il est important de laisser un espace libre pour
le sacrum et les fesses. Le dossier de la chaise doit être assez haut afin de permettre l’appui des
omoplates.
Des appuis-bras peuvent également être ajoutés à la chaise afin de soulager les épaules du poids
des bras. Il est toutefois important de s’assurer que la chaise – ainsi bonifiée – pourra permettre à
l’usager de s’approcher suffisamment de la table de travail tout en maintenant son dos appuyé sur
le dossier.
59.2 La table de travail
La table de travail idéale doit pouvoir s’ajuster en hauteur de façon à ce que les pieds reposent
bien à plat sur le sol. Bien que de plus en plus de laboratoires de cytologie s’équipent de ce type
de tables, plusieurs laboratoires n’en sont actuellement pas équipés.
Lorsqu’une table droite et stable est utilisée, il faut souvent adjoindre des composantes
d’ajustement afin de permettre le maintien d’une position de travail idéale.
59.2.1 AJUSTEMENT DE LA TABLE
La table utilisée devra être suffisamment grande pour permettre à l’utilisateur d’avoir un espace de
travail approprié pour la lecture au microscope, la rédaction du rapport et l’utilisation de
l’équipement informatique. De plus, l’espace sous la table doit permettre un dégagement complet
des jambes.
Il est important que les bras et les coudes soient bien appuyés sur la table de façon à ce que les
épaules ne soient pas tendues. Une enclave d’environ 7 cm de profondeur par 60 cm de largeur,
en face de l’aire du microscope, peut aider l’utilisateur à obtenir un bon appui.
Pour un ajustement confortable au niveau des bras, le cytologiste peut utiliser des appuis-bras
déposés sur la table. Ces appuis-bras doivent être rembourrés et ajustés afin de bien supporter les
bras, les poignets et les coudes. Ils doivent également être munis d’un système antidérapant.
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59.3 Le microscope
Chaque cytologiste doit avoir un microscope binoculaire à haute performance optique et
mécanique. L’ajustement optique d’un microscope est fondamental afin d’éviter une fatigue visuelle
et par conséquent, une perte de concentration.
Il est tout aussi essentiel de s’assurer d’avoir un bon ajustement physique afin d’éviter les raideurs
au niveau des régions cervicale et dorsale de la colonne vertébrale.
59.3.1 AJUSTEMENT DU MICROSCOPE
Il peut arriver que le microscope doive être surélevé et incliné afin que les oculaires puissent
facilement atteindre les yeux de l’utilisateur. À cet effet, certaines compagnies ont développé un
microscope ergonomique avec tête ajustable et inclinable.
L’utilisateur du microscope doit manipuler simultanément la vis de mise au point, ainsi que la vis
du charriot permettant le déplacement de la lame. Ces manœuvres amènent souvent l’utilisateur à
ressentir une abduction au niveau des épaules.
60. Ajustement complet du cytologiste – chaise, table et
microscope
Un ajustement complet et adapté de l’ensemble des équipements est fondamental, puisqu’un
ajustement personnalisé permet de maintenir l’attention et la concentration nécessaires à
l’accomplissement du travail de cytologiste.
Pour ajuster la chaise, stabiliser la hauteur de la chaise par rapport à la table de travail – avec ou
sans enclave – en y posant les coudes au repos. Les pieds doivent reposer bien à plat sur le sol.
Utiliser un repose-pied si nécessaire. Si la table est ajustable en hauteur, procéder d’abord à
l’ajustement de la chaise, puis à celui de la (hauteur de la) table de façon à ce que les coudes y
reposent confortablement.
Pour ajuster le microscope, stabiliser la hauteur de celui-ci afin que les oculaires se situent au
niveau des yeux. Si nécessaire, soulever la base du microscope à l’aide d’un socle mobile et
inclinable, ou au moyen de blocs d’épaisseur variable. La tête et le dos doivent être le plus droit
possible.
S’il y a lieu, ajuster ou rapprocher les appuis-bras en position confortable, afin qu’aucune tension
musculaire ne soit ressentie.
L’ASSTAS a produit une fiche technique traitant de l’ergonomie du travail au microscope. Il est
possible de consulter cette fiche en vous rendant au lien suivant :
http://www.asstsas.qc.ca/documents/Publications/Repertoire%20de%20nos%20publications/Autr
es/FTL1-microscope.pdf
61. Structure du laboratoire de cytologie
Idéalement, un laboratoire de cytologie devrait posséder deux (2) secteurs distincts :
 Un local pour effectuer la préparation des spécimens, la coloration et le montage de lames;
 Un local strictement dédié à la lecture de lames au microscope.
61.1 Structure du local technique
L’espace de travail technique du laboratoire doit être planifié de façon fonctionnelle afin de pouvoir
y circuler aisément et y effectuer convenablement la réception et la préparation des spécimens,
ainsi que la coloration et le montage des lames.
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Un laboratoire de cytologie doit être muni d’une ventilation adéquate afin d’éliminer les vapeurs
des produits chimiques utilisés.
Tous les produits chimiques doivent être entreposés dans des armoires appropriées.
61.2 Structure du local de lecture
Idéalement, le local de lecture en cytologie doit être séparé du local technique et être fermé de
manière à atténuer les bruits environnants, les odeurs et les vapeurs de produits chimiques et ce,
afin de favoriser la concentration nécessaire à l’exécution du travail au microscope.
Le local de lecture doit être ordonné et organisé de façon à ce que l’espace de travail requis pour
chaque cytologiste soit suffisant.
Le local doit également être bien ventilé et éclairé. L’éclairage pouvant être une source de fatigue
visuelle, il est donc nécessaire de munir le local de luminaires adéquats pouvant concentrer et
répartir la lumière.
Conclusion
Bien que nous ayons tenté de répertorier les façons de faire de la manière la plus simple et
standard possible, nous sommes conscients que celles-ci peuvent différer de ce qui est
actuellement en place dans les différents centres hospitaliers du Québec. Néanmoins, le but que
nous nous étions proposé étant de permettre la diffusion de techniques efficaces et éprouvées,
nous croyons avoir atteint notre but avec ce guide. Il doit également être compris que le présent
document se veut un ouvrage rassemblant des pistes de bonnes pratiques effectuées en cytologie
et non un répertoire de procédures de manipulations techniques. Vous pourrez aisément utiliser
ce guide conjointement avec les procédures internes en vigueur dans votre centre et sûrement en
retirer quelques informations utiles permettant même, nous l’espérons, de bonifier vos propres
façons de faire !
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Références
1- Code de déontologie des membres de l’Ordre professionnel des technologistes médicaux
du Québec, Code des professions (L.R.Q., c. C-26, a. 87).
2- Thompson, D. W. 1996. Adequate Pap Smear. LPTP Ontario Medical Association, Second
Edition, p.2.
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ASCP Press, Chicago, p. 153.
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Edition, p.16.
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6- Caron, P. Histologie, cahier de laboratoire. No document 140-380. Cégep de Sainte-Foy.
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8- Demay, R. M. 1996. The Art and Science of Cytopathology, Exfoliative Cytology. Volume 1.
ASCP Press, Chicago. 462 p.
9- Drury, P. 1986. La sécurité au laboratoire : Directive de l’ACTL. 2e édition.
10- Gauthier, D. « Chronique sur le contrôle de la qualité : techniques de prélèvement pour la
cytologie gynécologique ». Dans le Bulletin de la société de cytologie de Québec. Vol 9,
no 3, pp. 22-27.
11- Groupe sectoriel d’expertise en cytologie. Plan d’action sur l’accessibilité et l’efficience des
services de laboratoire. 1996. Ministère de la Santé et des Services sociaux.
Gouvernement du Québec. Rapport final, juin.
12- Hould, R. 1984. Techniques d’histopathologie et de cytopathologie. Décarie, Montréal.
400p.
13- Hutchinson, M. L. 1996. « Assessing the Cost and Benefits of Alternative Rescreening
Strategies ». Dans ACTA Cytologica. Volume 40, Number 1 /January-February. Pp. 4-7.
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