Maturation ovocytaire in vitro : place dans la

Mini-revue
mt Médecine de la Reproduction, Gynécologie Endocrinologie 2012 ; 14 (2) : 106-12
Maturation ovocytaire in vitro : place dans
la stratégie de préservation de la fertilité
In vitro maturation of oocytes in the strategy of fertility preservation
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1,2
Michaël Grynberg
Marc Even1,2
1 AP-HP,
hôpital Antoine-Béclère,
service de gynécologie-obstétrique et
médecine de la reproduction,
92141 Clamart,
France
2 Université Paris-Sud,
Inserm,
U782,
32 rue de Carnets,
92140 Clamart,
France
<[email protected]>
Mots clés : maturation in vitro, préservation de la fertilité, cancer
Abstract. Although female cancer incidence may be on rise, antineoplastic regimens have
become more successful. As a result, an increasing number of women with cancer survive
to endure the long-term consequences of chemotherapy. One of the most important longterm consequences of cancers treatments in young female is premature ovarian failure and
infertility. Because of the increasing survival rates, many of these young women are seeking
methods to preserve their fertility. Currently, embryo/oocytes cryopreservation obtained after
ovarian stimulation appears to provide the best fertility preservation option. However, patients
may not have sufficient time to undergo ovarian stimulation prior to chemotherapy and/or the
hormones used in ovarian stimulation are contraindicated for estrogen-dependant tumors. In
vitro maturation of oocytes (IVM) has been suggested to avoid ovarian stimulation and time
requirement in patients with cancer, and can be combined with ovarian tissue cryobanking. In
this review, we will discuss the position of IVM in the strategy of fertility preservation in young
women.
Key words: in vitro maturation, fertility preservation, cancer
D
médecine thérapeutique
epuis
deux
décennies,
l’amélioration des outils diagnostiques et thérapeutiques a abouti
à une augmentation significative des
taux de survie dans les cancers des
enfants et des jeunes adultes [1]. En
dépit de ces progrès, les thérapeutiques utilisées conservent un certain
nombre d’effets indésirables, parmi
lesquels figurent l’altération de la
fonction gonadique et la stérilité
[2, 3]. Ces effets peuvent, en fonction de la sensibilité individuelle à la
gonadotoxicité des traitements, être
transitoires ou permanents [4]. La
sévérité des dommages gonadiques
est fonction du type de chimiothérapie
et/ou de l’intensité de la radiothérapie, des protocoles de traitement et
de l’âge de la patiente [5]. Ainsi,
depuis une décennie, les techniques
de préservation de la fertilité avant
traitement gonadotoxique ont pris
une place majeure dans la stratégie
de prise en charge multidisciplinaire
du cancer. Au vu des difficultés à
prédire individuellement avec précision la fertilité post-traitement d’une
patiente donnée, il paraît indispensable de proposer, au mieux, avant de
débuter le traitement gonadotoxique,
le recours à des techniques de préservation de la fertilité. Contrairement à
l’homme pour qui l’autoconservation
de spermatozoïdes est bien établie, la préservation de la fertilité
féminine représente encore un challenge. En effet, si la cryopréservation
Pour citer cet article : Grynberg M, Even M. Maturation ovocytaire in vitro : place dans la stratégie de préservation de fertilité. mt Médecine de la Reproduction,
Gynécologie Endocrinologie 2012 ; 14 (2) : 106-12 doi:10.1684/mte.2012.0402
doi:10.1684/mte.2012.0402
Médecine
de la Reproduction
Gynécologie
Endocrinologie
Tirés à part : M. Grynberg
106
Résumé. Bien que l’incidence du cancer soit en augmentation, les traitements anticancéreux
sont devenus plus efficaces, avec pour résultat un accroissement du nombre de femmes survivantes, soumises aux conséquences à long terme de la chimiothérapie. Un de ces principaux
effets indésirables est représenté par l’insuffisance ovarienne prématurée. Ainsi, les jeunes
femmes soumises à ce type de traitement sont demandeuses d’une préservation de leur fertilité.
Classiquement, la cryopréservation embryonnaire et/ou ovocytaire après stimulation ovarienne
représente la technique de référence, offrant les meilleurs résultats. Cependant, nombreuses
sont les patientes chez qui la stimulation ovarienne n’est pas réalisable, faute de temps ou
en raison d’une pathologie sous-jacente estrogéno-dépendante. Pour ces patientes, la technique de maturation ovocytaire in vitro (MIV) a été proposée, permettant un recueil ovocytaire
immédiat, sans stimulation par les gonadotrophines exogènes, indépendamment de la phase
du cycle. Par ailleurs, elle est utilisable en combinaison avec la cryopréservation de tissu ovarien. Dans cette revue, nous discuterons de la place de la MIV dans la préservation de la
fertilité de la femme jeune.
embryonnaire reste à ce jour la seule technique établie,
la congélation d’ovocytes matures et de fragments de cortex ovarien, bien qu’encore expérimentale, fait désormais
partie de l’arsenal thérapeutique, ouvrant de nouvelles
perspectives.
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Cryopréservation embryonnaire
ou ovocytaire après stimulation ovarienne
La cryopréservation embryonnaire après recueil
d’ovocytes matures faisant suite à une stimulation ovarienne constitue à ce jour la technique de référence en
matière de préservation de la fertilité féminine. En effet,
depuis la première grossesse et naissance obtenue il y a
plus de 25 ans après congélation-décongélation embryonnaire [6], cette technique est utilisée en routine dans
tous les centres d’Assistance médicale à la procréation.
Les taux de survie embryonnaire après décongélation
sont de l’ordre de 70 % avec des taux de grossesse par
transfert compris entre 10 et 50 % [7, 8]. La cryopréservation embryonnaire ne peut s’appliquer qu’à des femmes
mariées ou vivant en couple depuis au moins deux ans
(Loi de Bioéthique du 29 juillet 1994, révisée en 2004) et
pose un certain nombre de problèmes éthiques en cas de
décès d’un des deux membres du couple ou de séparation.
Afin de palier à ces inconvénients, s’est développée
la technique de cryopréservation des ovocytes recueillis
après stimulation ovarienne. En effet, Porcu et al. (1997)
ont été les premiers à rapporter la fécondation d’un ovocyte humain mature congelé puis décongelé par ICSI, en
utilisant la technique de congélation lente [9]. Dès lors, la
technique de cryopréservation ovocytaire est entrée dans
la pratique courante en matière de préservation de la fertilité féminine [10-12]. Les principaux inconvénients des
techniques de cryopréservation ovocytaire sont représentés, d’une part, par le durcissement de la zone pellucide,
par exocytose prématurée des granules corticaux pouvant empêcher la pénétration des spermatozoïdes [9, 13]
et, d’autre part, la formation de cristaux de glace lors
de la congélation ou de la décongélation, pouvant léser
le fuseau méiotique des ovocytes matures [14]. Récemment, la technique de vitrification, utilisant un procédé de
congélation ultrarapide avec de fortes concentrations de
cryoprotecteurs [15] a montré des résultats prometteurs.
À ce jour, plus de 1 000 enfants sont nés après cryopréservation ovocytaire, sans semble-t-il d’augmentation de
l’incidence des malformations congénitales [16].
Qu’il s’agisse d’une cryopréservation ovocytaire ou
embryonnaire après stimulation ovarienne, il existe un
certain nombre d’inconvénients qui peuvent poser des
problèmes majeurs dans le cadre de la préservation
de fertilité avant administration de substances gonadotoxiques. En effet, la stimulation ovarienne par les
gonadotrophines exogènes n’est réalisable qu’après acti-
vation de l’axe hypothalamo-hypophyso-gonadique au
moment de la puberté. Par ailleurs, la stimulation des
follicules antraux précoces nécessite idéalement d’être
débutée en phase folliculaire et requiert un délai de
15 jours pour obtenir une maturité folliculaire compatible avec un recueil d’ovocytes matures d’un point de
vue cytoplasmique et nucléaire. Enfin, l’hyperestrogénie
supra-physiologique secondaire à l’hyperstimulation ovarienne contrôlée est contre-indiquée en cas de pathologie
estrogéno-dépendante telle que le cancer du sein ou
le lupus érythémateux aigu disséminé, rendant impossible l’utilisation de ces techniques. Des protocoles de
stimulation ovarienne, faisant notamment appel aux inhibiteurs de l’aromatase, ont été développés afin de limiter
l’augmentation des taux d’estradiol plasmatiques et d’offrir
la possibilité d’un recueil d’ovocytes matures chez des
femmes atteintes de pathologies hormono-dépendantes
[17]. Toutefois, ces molécules n’ayant pas l’Autorisation
de mise sur le marché en stimulation de l’ovulation, il
paraît actuellement difficile de les proposer en routine.
La cryopréservation de tissu ovarien
La cryopréservation de fragments de cortex ovarien
constitue une alternative à la cryopréservation ovocytaire
ou embryonnaire. Le prélèvement de tissu ovarien nécessite une intervention chirurgicale, le plus souvent réalisée
par laparoscopie. Ainsi, selon les cas, on peut réaliser une
ovariectomie unilatérale partielle ou complète, voire une
ovariectomie bilatérale. Les fragments ovariens pourront
après guérison de la pathologie être autotransplantés, avec
possibilité de reprise d’une fonction endocrine et exocrine. Par ailleurs, ils pourront constituer une source de
follicules pour la réalisation d’une folliculogenèse in vitro
lorsque la technique sera mise au point chez l’humain.
La cryopréservation de tissu ovarien possède un certain
nombre d’avantages, notamment le fait d’être réalisable
sans délai, ne retardant pas la mise en route du traitement gonadotoxique. De plus, elle représente la technique
de choix chez les filles prépubères. Néanmoins, elle doit
encore être considérée comme expérimentale, avec très
peu de grossesses obtenues à travers le monde [18]. Elle
pose également le problème du risque de réintroduction
de cellules malignes après greffe des fragments ovariens
chez une patiente théoriquement guérie, ce qui rend la
transplantation contre-indiquée en cas de pathologie à fort
risque de localisation ovarienne, en particulier les leucémies aiguës.
La maturation ovocytaire in vitro
La maturation ovocytaire in vitro (MIV) consiste
à recueillir des ovocytes immatures puis à les faire
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Mini-revue
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secondairement maturés in vitro. Cette technique a initialement été développée afin de palier aux effets indésirables
de la stimulation ovarienne par les gonadotrophines
exogènes, notamment le syndrome d’hyperstimulation
ovarienne dont les complications sont potentiellement
mortelles. Les premières grossesses après MIV ont été
rapportées en 1994 par Trounson et al., chez des
patientes porteuses d’un syndrome des ovaires polykystiques, particulièrement à risque de développer un
syndrome d’hyperstimulation ovarienne [19]. Un certain
nombre de risques théoriques, concernant notamment la
survenue de maladies liées à l’empreinte chez les enfants
nés après MIV, ont été soulevés sans réelle preuve à ce
jour [20, 21].
Récemment, la MIV a été proposée comme technique
de préservation de la fertilité féminine, permettant d’éviter
la stimulation ovarienne et offrant ainsi la possibilité d’un
recueil ovocytaire immédiat [22].
Technique
Le recueil ovocytaire est réalisé 36 heures après
l’injection d’hCG (Gonadotrophine Chorionique Endo,
Organon Pharmaceutique, Saint-Denis, France, 5000 UI,
IM), chez une patiente sous sédation modérée par du
propofol (Driprivan® ; AstraZeneca, France) administré
par voie intraveineuse. La ponction est réalisée par
voie transvaginale échoguidée, à l’aide d’une aiguille
19-Gauge simple lumière (K-OPS-7035-Wood ; Cook,
France). La pression d’aspiration est réglée à 7,5 kPa.
Les liquides folliculaires aspirés contenant les complexes
cumulo-ovocytaires sont récupérés dans des tubes
NucleonTM (Nunc A/S, Danemark) de 15 mL, remplis de
3 mL d’héparinate de sodium 2 UI/mL (Sanofi–Synthelabo,
France) préchauffés. Les liquides d’aspiration sont ensuite
dispersés dans des boîtes de culture NucleonTM (Nunc
A/S). Les complexes cumulo-ovocytaires isolés sous loupe
binoculaire sont ensuite lavés dans du milieu de culture,
Universal IVF Medium® (Medi Cult, Danemark), préalablement chauffé à 37 ◦ C sous une atmosphère enrichie à
5 % en CO2 . Après deux lavages, les complexes cumuloovocytaires sont placés dans les puits centraux d’une boîte
de culture (Becton Dickinson, États-Unis) contenant 1 mL
de milieu de culture IVM® (Medi Cult, Danemark) sous
huile minérale, supplémenté avec 20 % de sérum maternel inactivé, 0,75 UI/mL de FSH et 0,75 UI/mL de LH
Menopur® (Ferring, Allemagne) [23]. Les ovocytes sont
incubés à 37 ◦ C sous une atmosphère enrichie à 5 %
en CO2 . Après 24 heures de maturation, les complexes
cumulo-ovocytaires sont décoronisés à l’aide d’une solution de hyaluronidase (Syn Vitro Hyadase ; Medi Cult).
La maturité ovocytaire est appréciée sous microscope
inversé : la présence du premier globule polaire dans
l’espace périvitellin ovocytaire est le témoin de la maturité nucléaire ovocytaire. Les ovocytes matures sont soit
congelés selon un processus de congélation lente, soit
fécondés par ICSI le même jour en cas de présence d’un
conjoint. Les ovocytes immatures au stade de prophase I
de méiose ou au stade de métaphase I sont remis en culture
pour 24 heures supplémentaires. Les ovocytes matures
après 48 heures sont alors congelés ou fécondés par ICSI.
Les ovocytes restant immatures après 48 heures de culture
ne sont pas utilisés.
Intérêt
de la maturation ovocytaire in vitro
dans la préservation
de la fertilité féminine
Outre le fait d’être applicable sans délai et donc en
situation d’urgence, ainsi que chez des patientes porteuses
de pathologies estrogéno-dépendantes telles que le carcinome mammaire ou le lupus érythémateux disséminé, la
MIV possède deux autres propriétés fondamentales dans
la préservation de la fertilité.
Une technique réalisable
quelle que soit la phase du cycle
Classiquement, le recueil ovocytaire en vue d’une MIV
est pratiqué durant la phase folliculaire d’un cycle naturel, après administration d’hCG. Cependant des études
réalisées au cours de la dernière décennie ont montré
que des ovocytes recueillis au cours d’une césarienne,
exposés à de fortes concentrations de progestérone, pouvaient être maturés in vitro et fécondés, avec obtention
de grossesse et de naissances [24-26]. Plus récemment,
chez le bovin, il a été mis en évidence que le nombre
d’ovocytes immatures recueillis en phase folliculaire précoce était significativement supérieur à celui d’une même
procédure pratiquée en phase folliculaire tardive ou en
phase lutéale [27]. Cependant, aucune différence n’a été
constatée concernant les taux de maturation, de fécondation, de clivage et de blastulation en fonction de
la phase du cycle. Ces données suggèrent par conséquent la possibilité de recueillir des ovocytes immatures
en phase lutéale, en vue de produire des embryons
viables. Chez l’humain, il a été récemment montré que
le nombre d’ovocytes recueillis, les taux de maturation
ovocytaire, les taux de fécondation ainsi que le nombre
d’ovocytes et/ou d’embryons congelés ne différaient pas
selon la phase du cycle à laquelle était pratiquée la MIV
[28].
S’il a bien été montré que la lutéinisation précoce
des follicules avant recueil des ovocytes matures en FIV
conventionnelle était associée à de moins bons résultats
mt Médecine de la Reproduction, Gynécologie Endocrinologie, vol. 14, n◦ 2, avril-mai-juin 2012
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[29], le rationnel de la ponction d’ovocytes immatures
en phase lutéale repose sur le fait qu’il est possible que
l’élévation des taux de LH et progestérone n’affecte pas les
follicules antraux précoces contenant des ovocytes immatures. En effet, les cellules de la granulosa de ces follicules
sont dépourvues de récepteurs à la LH, qui n’apparaîtront
qu’en phase folliculaire tardive [30]. Par ailleurs, ni la présence de récepteurs à la LH ni celle de récepteurs à la
progestérone n’a pu être montrée sur l’ovocyte au stade
de vésicule germinative (VG). Cependant, l’administration
de doses supraphysiologiques d’activité LH sous forme
d’hCG semble avoir un impact sur les follicules antraux
précoces, par un mécanisme encore indéterminé. En effet,
il a été démontré qu’un « priming » par hCG avant le
recueil ovocytaire améliorait les taux de maturation et
de fécondation, ainsi que les taux de grossesse chez les
patientes SOPK [31]. Ainsi, le recueil d’ovocytes immatures en phase lutéale est réalisable, ce qui fait de la MIV
une option intéressante dans la stratégie de préservation
de la fertilité d’urgence.
Combinaison des techniques
de cryopréservation de fragments de corticale
ovarienne et de maturation ovocytaire in vitro
Un des intérêts majeurs de la MIV est de pouvoir
s’associer à une ovariectomie pour cryopréservation de
fragments ovariens. En effet, le but de la cryopréservation
de tissu ovarien est de préserver des follicules primordiaux et primaires, représentant respectivement 70 à 90 %
et 10 à 30 % des follicules ovariens [32, 33]. Ces deux
classes folliculaires ont pour principale caractéristique
d’être très résistantes au processus de congélation. Les follicules secondaires et antraux ne survivent pas ou peu à la
congélation [34] probablement en raison, d’une part, de
leur structure cellulaire complexe, conduisant à une mauvaise pénétration des cryoprotecteurs et, d’autre part, à
leur important contenu en eau, aboutissant à la formation
de cristaux de glace.
Le rationnel de la combinaison des techniques de MIV
et de cryopréservation de tissu ovarien est par conséquent
d’avoir deux techniques complémentaires à proposer aux
patientes jeunes désireuses d’une préservation urgente de
leur fertilité. Classiquement, le recueil ovocytaire est réalisé in vivo, par ponction vaginale, avant que ne soit
pratiquée l’ovariectomie. Cette dernière s’avèrera beaucoup plus aisée que si elle était pratiquée sur un ovaire
préalablement stimulé, plus volumineux et richement
vascularisé. Récemment, Huang et al. ont rapporté la
possibilité du recueil d’ovocytes immatures ex vivo, au
laboratoire de biologie de la reproduction, après ovariectomie [35]. Ainsi, sur les quatre patientes chez qui a été
pratiquée cette technique, trois ovocytes ont été obtenus en moyenne, avec des taux de maturation moyens
de 79 %. Pour notre part, cette technique nous a per-
mis d’obtenir sept et six ovocytes immatures sur les deux
patientes chez qui ont été réalisées les ponctions ex vivo
(données non publiées). Le principal inconvénient de cette
technique est de devoir ponctionner des ovocytes sur un
tissu ovarien suspendu dans un milieu à 4 ◦ C, température
idéale pour la cryopréservation de cortex ovarien. Si ces
ovocytes tendent à avoir de bons taux de maturation, il
n’en est pas moins impossible de négliger les risques de
perturbations méïotiques.
La possibilité de combiner MIV et cryopréservation
de tissu ovarien est particulièrement intéressante chez les
femmes bénéficiant d’une préservation de la fertilité dans
un contexte de pathologie à fort risque d’invasion ovarienne par des cellules malignes, qui contre-indiquera
la future transplantation des fragments de corticale ovarienne. Ainsi, la MIV constitue pour ces patientes une
réelle possibilité de concevoir, sans risque de récidive de
la pathologie originelle.
Résultats
de la maturation ovocytaire in vitro
La MIV constitue une technique désormais bien établie pour le traitement de l’infertilité, notamment chez
les femmes porteuses d’un syndrome des ovaires polykystiques (SOPK) [27, 36], avec plusieurs centaines d’enfants
nés à ce jour. Des grossesses et des naissances ont par la
suite été obtenues après MIV au cours d’un cycle naturel
chez des patientes ayant des ovaires normaux [27]. À Clamart, la MIV a été instaurée en 2002, avec à ce jour des
taux de grossesse par ponction de 26 %, chez des femmes
essentiellement OPK [37]. Dans certains cas sélectionnés, ces taux de grossesse peuvent atteindre 48 % [38],
ce qui est comparable aux résultats en FIV conventionnelle dans de nombreux centres [39]. Il semble également
acquis que les enfants nés après MIV ne présentent pas
d’augmentation des taux d’anomalies fœtales ou néonatales comparativement aux enfants issus de FIV classique
ou de grossesses naturelles [40]. Un poids de naissance
moyen légèrement plus élevé dans le groupe des enfants
nés après MIV est probablement attribuable aux facteurs
maternels, notamment le SOPK, qui prédispose au diabète
gestationnel et à la macrosomie.
Bien que les résultats rapportés récemment après vitrification d’ovocytes maturés in vitro soient moins bons que
ceux obtenus avec la même technique de congélation
appliquée à des ovocytes maturés in vivo après stimulation
ovarienne [41], il n’en demeure pas moins vrai que la MIV
reste une alternative intéressante en cas d’impossibilité
de pratiquer une stimulation ovarienne, faute de temps
ou en raison de l’estrogéno-dépendance de la pathologie
sous-jacente, ce qui, dans notre expérience, représente un
nombre de cas non négligeable.
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La cryopréservation d’ovocytes immatures, en fin de
prophase I, au stade de VG a également été proposée
[42]. Le rationnel de cette technique est basé sur la grande
sensibilité du fuseau méïotique au refroidissement avec
en conséquences, des possibles risques d’aneuploïdie
embryonnaire après congélation d’ovocytes matures [43].
Or, dans les ovocytes au stade VG, le fuseau n’est pas
encore constitué et les chromosomes sont protégés par
une enveloppe nucléaire, limitant ainsi théoriquement
les risques suscités. Les données de la littérature sur la
congélation d’ovocytes immature portent principalement
sur des ovocytes issus de stimulation ovarienne en vue
de FIV. Après congélation lente, les taux de survie varient
de 13 à 73 %, avec une fécondabilité et des capacités
de développement inférieures à celles observées avec les
ovocytes matures [42, 44-49]. Dans l’espèce humaine,
une seule naissance a été rapportée après cryopréservation d’ovocytes immatures [48]. Aucune naissance n’a été
publiée dans les rares publications faisant état de congélations d’ovocytes immatures par vitrification [50-52].
Par ailleurs, il est bien démontré que les femmes surmontent mieux d’un point de vue émotionnel le traitement
du cancer lorsqu’elles savent qu’elles auront, dans le futur,
une possibilité d’assouvir leur désir de maternité [53].
Ainsi, notre stratégie en matière de préservation de la fertilité féminine consiste, en cas de contrainte de temps
et/ou de contre-indication à la stimulation ovarienne, à
proposer un recueil d’ovocytes immatures au cours d’un
cycle naturel, suivi d’une MIV et d’une cryopréservation
par la technique de vitrification, des ovocytes matures
ou des embryons en fonction de la présence ou non
d’un partenaire. En l’absence d’urgence ou de pathologie hormono-dépendante, la cryopréservation ovocytaire
ou embryonnaire est réalisée après stimulation ovarienne,
permettant d’emblée de récupérer des ovocytes matures.
Cependant, étant donné les contre-indications à la grossesse chez ces patientes dans un futur proche, nous ne
serons en mesure d’évaluer les résultats de la cryopréservation d’ovocytes maturés in vitro que lorsque des embryons
issus de cette technique seront transférés. Néanmoins,
les patientes jeunes atteintes de cancer n’auront pas de
deuxième chance de mettre en place des mesures préservation de la fertilité avant d’avoir la preuve de la technique
la plus appropriée dans cette indication. Enfin, il convient
de ne pas extrapoler les résultats de ces techniques chez
des patientes infertiles à ceux des femmes non infertiles
devant bénéficier de traitements gonadotoxiques.
féminine. En effet, la possibilité de la pratiquer en urgence,
quelle que soit la phase du cycle, éventuellement en
association à la cryopréservation de tissu ovarien, en fait
une technique de choix chez les patientes jeunes devant
être soumises à des traitements gonadotoxiques. Enfin,
l’absence de nécessité d’une stimulation ovarienne en fait
la technique de choix pour les femmes atteintes de pathologies estrogéno-dépendantes telle le cancer du sein.
Conflits d’intérêts : aucun.
Références
1. American Cancer Society. Cancer facts and figures-2006. Atlanta,
GA : American Cancer Society, 2006 (accessed on March 1, 2007;
available at: http//www.cancer.org/docroot/STT/STT-0asp).
2. Mackie EJ, Radford M, Shalet SM. Gonadal function following
chemotherapy for childhood Hodgkin’s disease. Med Pediatr Oncol
1996 ; 27 : 74-8.
3. Lobo RA. Potential options for preservation of fertility in women.
N Engl J Med 2005 ; 353 : 64-73.
4. Blumenfeld Z, Haim N. Prevention of gonadal damage during
cytotoxic therapy. Ann Med 1997 ; 29 : 199-206.
5. Howell S, Shalet S. Gonadal damage from chemotherapy and
radiotherapy. Endocrinol Metab Clin North Am 1998 ; 27 : 927-43.
6. Trounson A, Mohr L. Human pregnancy following cryopreservation, thawing and transfer of an eight-cell embryo. Nature
1983 ; 305 : 707-9.
7. Gelbaya TA, Nardo LG, Hunter HR, et al. Cryopreserved-thawed
embryo transfer in natural or down-regulated hormonally controlled
cycles: a retrospective study. Fertil Steril 2006 ; 85 : 603-9.
8. Center for Disease Control and Prevention 2006. 2004 assisted
reproductive technology success rates: national summary and fertility
clinic reports. http://www.cdc.gov/art/ART2004/index.htm.
9. Porcu E, Fabbri R, Seracchioli R, Ciotti PM, Magrini O, Flamigni
C. Birth of a healthy female after intracytoplasmic sperm injection of
cryopreserved human oocytes. Fertil Steril 1997 ; 68 : 724-6.
10. Young E, Kenny A, Puigdomenech E, van Thillo G, Tiverón M,
Piazza A. Triplet pregnancy after intracytoplasmic sperm injection of
cryopreserved oocytes: case report. Fertil Steril 1998 ; 70 : 360-1.
11. Katayama KP, Stehlik J, Kuwayama M, Kato O, Stehlik E. High
survival rate of vitrified human oocytes results in clinical pregnancy.
Fertil Steril 2003 ; 80 : 223-4.
12. Yoon TK, Kim TJ, Park SE, et al. Live births after vitrification of
oocytes in a stimulated in vitro fertilization-embryo transfer program.
Fertil Steril 2003 ; 79 : 1323-6.
Conclusion
13. Fabbri R, Porcu E, Marsella T, Rocchetta G, Venturoli S,
Flamigni C. Human oocyte cryopreservation: new perspectives regarding oocyte survival. Hum Reprod 2001 ; 16 : 411-6.
La MIV suivie de la cryopréservation d’ovocytes
matures ou d’embryons constitue une technique intéressante dans le cadre de la préservation de la fertilité
14. Chen SU, Lien YR, Chao KH, Ho HN, Yang YS, Lee TY. Effects of
cryopreservation on meiotic spindles of oocytes and its dynamics after
thawing: clinical implications in oocyte freezing–a review article. Mol
Cell Endocrinol 2003 ; 202 : 101-7.
mt Médecine de la Reproduction, Gynécologie Endocrinologie, vol. 14, n◦ 2, avril-mai-juin 2012
15. Kasai M, Zhu SE, Pedro PB, Nakamura K, Sakurai T, Edashige K.
Fracture damage of embryos and its prevention during vitrification
and warming. Cryobiology 1996 ; 33 : 459-64.
16. Noyes N, Porcu E, Borini A. Over 900 oocyte cryopreservation babies born with no apparent increase in congenital anomalies.
Reprod Biomed Online 2009 ; 18 : 769-76.
Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 78.47.27.170 le 07/02/2017.
17. Oktay K, Hourvitz A, Sahin G, et al. Letrozole reduces estrogen
and gonadotropin exposure in women with breast cancer undergoing
ovarian stimulation before chemotherapy. J Clin Endocrinol Metab
2006 ; 91 : 3885-90.
18. Practice Committee of American Society for Reproductive Medicine; Practice Committee of Society for Assisted Reproductive
Technology. Ovarian tissue and oocyte cryopreservation. Fertil Steril
2008 ; 90(5 suppl.) : S241-S246.
19. Trounson A, Wood C, Kausche A. In vitro maturation and the
fertilization and developmental competence of oocytes recovered
from untreated polycystic ovarian patients. Fertil Steril 1994 ; 62 :
353-62.
20. Fauser BC, Bouchard P, Coelingh Bennink HJ, et al. Alternative
approaches in IVF. Hum Reprod Update 2002 ; 8 : 1-9.
21. Albertini DF, Sanfins A, Combelles CM. Origins and manifestations of oocyte maturation competencies. Reprod Biomed Online
2003 ; 6 : 410-5.
22. Rao GD, Chian RC, Son WS, Gilbert L, Tan SL. Fertility preservation in women undergoing cancer treatment. Lancet
2004 ; 363 : 1829-30.
23. Chian RC, Tan SL. Maturational and developmental competence
of cumulus-free immature human oocytes derived from stimulated
and intracytoplasmic sperm injection cycles. Reprod Biomed Online
2002 ; 5 : 125-32.
32. Gougeon A. Dynamics of follicular growth in the human: a model
from preliminary results. Hum Reprod 1986 ; 1 : 81-7.
33. Lass A, Silye R, Abrams DC, et al. Follicular density in ovarian
biopsy of infertile women: a novel method to assess ovarian reserve.
Hum Reprod 1997 ; 12 : 1028-31.
34. Gosden RG. Gonadal tissue cryopreservation and transplantation. Reprod Biomed Online 2002 ; 4 (suppl. 1) : 64-7.
35. Huang JY, Tulandi T, Holzer H, Tan SL, Chian RC. Combining ovarian tissue cryobanking with retrieval of immature oocytes
followed by in vitro maturation and vitrification: an additional strategy of fertility preservation. Fertil Steril 2008 ; 89 : 567-72 (epub
2007 June 4).
36. Edwards RG, Foreword. In: Tan SL, Chian RC, Buckett WM, eds.
In vitro maturation of human oocytes: basic science to clinical application. London: Informa, 2006 : xv-xx.
37. Le Du A, Kadoch IJ, Bourcigaux N, et al. In vitro oocyte maturation for the treatment of infertility associated with polycystic ovarian
syndrome: the French experience. Hum Reprod 2005 ; 20 : 420-4
(epub 2004 November 4).
38. Son WY, Lee SY, Yoon SH, Lim JH. Pregnancies and deliveries
after transfer of human blastocysts derived from in vitro matured
oocytes in in vitro maturation cycles. Fertil Steril 2007 ; 87 : 1491-3
(epub 2007 February 12).
39. European IVF-monitoring programme (EIM) for the European
Society of Human Reproduction and Embryology (ESHRE), Andersen
AN, Gianaroli L, Felberbaum R, de Mouzon J, Nygren KG. Assisted reproductive technology in Europe, 2002. Results generated from
European registers by ESHRE. Hum Reprod 2006 ; 21 : 1680-97.
40. Buckett WM, Chian RC, Holzer H, Dean N, Usher R, Tan SL.
Obstetric outcomes and congenital abnormalities after in vitro maturation, in vitro fertilization, and intracytoplasmic sperm injection.
Obstet Gynecol 2007 ; 110 : 885-91.
24. Cha KY, Koo JJ, Ko JJ, Choi DH, Han SY, Yoon TK. Pregnancy
after in vitro fertilization of human follicular oocytes collected from
nonstimulated cycles, their culture in vitro and their transfer in a donor
oocyte program. Fertil Steril 1991 ; 55 : 109-13.
41. Chian RC, Huang JY, Gilbert L, et al. Obstetric outcomes following vitrification of in vitro and in vivo matured oocytes. Fertil Steril
2009 ; 91 : 2391-8 (epub 2008 June 24).
25. Hwang JL, Lin YH, Tsai YL. Pregnancy after immature
oocyte donation and intracytoplasmic sperm injection. Fertil Steril
1997 ; 68 : 1139-40.
42. Mandelbaum J, Junca AM, Tibi C, et al. Cryopreservation of
immature and mature hamster and human oocytes. Ann N Y Acad
Sci 1988 ; 541 : 550-61.
26. Hwang JL, Lin YH, Tsai YL. In vitro maturation and fertilization
of immature oocytes: a comparative study of fertilization techniques.
J Assist Reprod Genet 2000 ; 17 : 39-43.
43. Mandelbaum J, Anastasiou O, Lévy R, Guérrin JF, de Larouzière
V, Antoine JM. Effects of cryopreservation on the meiotic spindle
of human oocytes. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol 2004 A ;
113 (suppl. 1) : S17-S23.
27. Chian RC. In-vitro maturation of immature oocytes for infertile
women with PCOS. Reprod Biomed Online 2004 ; 8 : 547-52.
28. Maman E, Meirow D, Brengauz M, Raanani H, Dor J, Hourvitz
A. Luteal phase oocyte retrieval and in vitro maturation is an optional
procedure for urgent fertility preservation. Fertil Steril 2011 ; 95 : 64-7.
29. Bosch E, Valencia I, Escudero E, et al. Premature luteinization during gonadotropin-releasing hormone antagonist cycles and
its relationship with in vitro fertilization outcome. Fertil Steril
2003 ; 80 : 1444-9.
30. Yang SH, Son WY, Yoon SH, Ko Y, Lim JH. Correlation between
in vitro maturation and expression of LH receptor in cumulus cells
of the oocytes collected from PCOS patients in HCG-primed IVM
cycles. Hum Reprod 2005 ; 20 : 2097-103 (epub 2005 May 5).
31. Chian RC, Gülekli B, Buckett WM, Tan SL. Priming with human
chorionic gonadotropin before retrieval of immature oocytes in
women with infertility due to the polycystic ovary syndrome. N Engl
J Med 1999 ; 341 : 1624-6 (erratum in: N Engl J Med 2000 ; 342 (3) :
224)..
44. Toth TL, Baka SG, Veeck LL, Jones Jr. HW, Muasher S, Lanzendorf
SE. Fertilization and in vitro development of cryopreserved human
prophase I oocytes. Fertil Steril 1994 ; 61 : 891-4.
45. Baka SG, Toth TL, Veeck LL, Jones Jr. HW, Muasher SJ, Lanzendorf
SE. Evaluation of the spindle apparatus of in-vitro matured human
oocytes following cryopreservation. Hum Reprod 1995 ; 10 : 181620.
46. Park SE, Son WY, Lee SH, Lee KA, Ko JJ, Cha KY. Chromosome and spindle configurations of human oocytes matured in
vitro after cryopreservation at the germinal vesicle stage. Fertil Steril
1997 ; 68 : 920-6.
47. Tucker MJ, Wright G, Morton PC, Massey JB. Birth after cryopreservation of immature oocytes with subsequent in vitro maturation.
Fertil Steril 1998 ; 70 : 578-9.
48. Goud A, Goud P, Qian C, van der Elst J, van Maele G, Dhont
M. Cryopreservation of human germinal vesicle stage and in vitro
matured M II oocytes: influence of cryopreservation media on the
mt Médecine de la Reproduction, Gynécologie Endocrinologie, vol. 14, n◦ 2, avril-mai-juin 2012
111
Mini-revue
survival, fertilization, and early cleavage divisions. Fertil Steril 2000 ;
74 : 487-94.
49. Boiso I, Marti M, Santalo J, Ponsa M, Barri PN, Veiga A. A
confocal microscopy analysis of the spindle and chromosome configurations of human oocytes cryopreserved at the germinal vesicle and
metaphase II stage. Hum Reprod 2002 ; 17 : 1885-91.
52. Fuchinoue K, Fukunaga N, Chiba S, Nakajo Y, Yagi A, Kyono
K. Freezing of human immature oocytes using cryoloops with
taxol in the vitrification solution. J Assist Reprod Genet 2004 ; 21 :
307-9.
53. Partridge AH, Gelber S, Peppercorn J, et al. Web-based survey
of fertility issues in young women with breast cancer. J Clin Oncol
2004 ; 22 : 4174-83.
Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 78.47.27.170 le 07/02/2017.
50. Chung HM, Hong SW, Lim JM, et al. In vitro blastocyst formation of human oocytes obtained from unstimulated and stimulated
cycles after vitrification at various maturational stages. Fertil Steril
2000 ; 73 : 545-51.
51. Wu J, Zhang L, Wang X. In vitro maturation, fertilization and
embryo development after ultrarapid freezing of immature human
oocytes. Reproduction 2001 ; 121 : 389-93.
112
mt Médecine de la Reproduction, Gynécologie Endocrinologie, vol. 14, n◦ 2, avril-mai-juin 2012